引用本文： 徐玲文, 王華兵, 揭鳳英, 鄧淑萍, 董芳. 麥冬皂苷 D 對脂多糖誘導小鼠急性肺損傷的保護作用. 中國呼吸與危重監護雜志, 2021, 20(7): 503-508. doi: 10.7507/1671-6205.202007004 復制
急性肺損傷（ALI）是以肺部急性炎癥為特征的呼吸系統疾病，其發病機制非常復雜，致病因素也多種多樣，包括嚴重感染、中毒、出血性休克等多種因素[1]。研究發現血清中白細胞介素（IL）-17 以及 Th17、Treg 細胞水平與慢性阻塞性肺疾病患者的肺功能及病情嚴重程度密切相關，對患者的預后有重要的參考價值[2]。因此，推測 Th17、Treg 細胞及其相關細胞因子可能參與了 ALI 的發病過程。秦翌佳等[3]證實 IL-17 參與了 ALI 小鼠的炎癥免疫調節過程。由于中藥治療具有多靶點協同以及不良反應較輕的優勢，使得中藥在臨床應用上得到了越來越多的重視[4]。麥冬是一味常用的中藥，具有潤肺清心的功效，被廣泛用于炎癥性疾病的治療[5]。麥冬皂苷 D（OP-D）是從麥冬根莖中提取的一種載體皂苷類化合物，具有抗氧化、抗炎癥等作用[6-7]。但是關于 OP-D 對于 ALI 是否有一定的保護作用尚未見國內外報道。因此，本研究擬通過動物實驗研究 OP-D 對脂多糖誘導小鼠 ALI 的保護作用。
1 材料與方法
1.1 材料
1.1.1 主要試劑、儀器
OP-D、地塞米松、肝素鋰（Aladdin，批號：O115680、D137736、H101524）；脂多糖、戊巴比妥鈉（Sigma，批號：L3012、P3761）；TRIzol 試劑（Ambion，批號：15596026）；RNA 反轉錄試劑盒，TAKARA 熒光定量試劑盒（TAKARA，批號：639505）；CD4、CD25、Foxp3、IL-17 抗體（eBioscience，批號：11-0041-81、15-0251-81、12-5773-80、12-7177-81）。離心機（德國 Eppendorf 公司），石蠟切片機（德國 Lecia 公司），光學顯微鏡（日本尼康公司），超低溫冰箱（中國海爾公司），微量移液器（德國 Eppendorf 公司），流式細胞儀（美國艾森公司），電子天平（北京賽多利斯儀器系統有限公司），實時熒光定量 PCR 儀（美國 ABI 公司）。
1.1.2 實驗動物
50 只 SPF 級 C57BL/6 小鼠，雄性，7 周齡，體重 20～25 g，來自三峽大學。實驗動物生產許可證號：SCXK（鄂）2017-0012。動物實驗在武漢華聯科生物技術有限公司模型動物研究院進行。實驗動物使用許可證號：SYXK（鄂）2018-0104。所有實驗操作人員均具備《實驗動物專業技術考試合格證書》，所有動物實驗均符合湖北省動物管理委員會《實驗動物倫理證》的相關規定。
1.2 方法
1.2.1 動物造模和分組
將 50 只 SPF 級 C57BL/6 小鼠按照隨機數字表法分為對照組、假手術組、模型組、OP-D 組和地塞米松組，每組 10 只。小鼠于恒溫（21～25 ℃）、恒濕（40%～65%）條件下適應性飼養 7 d 后開始實驗。實驗開始第 1 天，地塞米松組給予 2 mg/kg 的地塞米松灌胃[8]，OP-D 組小鼠給予相應 10 mg/kg 的 OP-D 灌胃[9]，正常組及假手術組灌胃同體積生理鹽水，給藥體積 10 mL/kg。實驗開始第 2 天，模型組及藥物干預組小鼠麻醉后分離皮下組織，暴露氣管后滴入脂多糖（2 mg/kg，30 μL）制作 ALI 模型[10]，假手術組滴入等體積生理鹽水，正常組不做處理。術后 6 h 小鼠稱重后過量戊巴比妥鈉（100 mg/kg）麻醉處死，斷頭取外周血及肺組織。
1.2.2 小鼠肺肺水腫參數測定
取小鼠左肺組織，用吸水紙吸干表面水分及血液后稱量其濕重，計算左肺濕重/體重比值，反映肺水腫程度。
1.2.3 蘇木素–伊紅染色觀察小鼠肺組織病理變化
取小鼠右肺組織于 4% 多聚甲醛中固定 48 h，經過逐步脫水，石蠟包埋后，以 5 μm 的厚度均勻切片，行蘇木素–伊紅（HE）染色拍片。脫蠟后蘇木素染色，1% 的鹽酸酒精分化，伊紅染色，中性樹膠封片后拍片。
1.2.4 熒光定量聚合酶鏈式反應法檢測小鼠肺組織中 IL-6、IL-10、IL-17 的 mRNA 表達
設計并合成小鼠 IL-6、IL-10、IL-17 的熒光定量聚合酶鏈式反應（qPCR）檢測引物（表 1）。取小鼠肺組織，按照 TRIzol 試劑盒說明書提取組織的總 RNA。采用逆轉錄試劑盒將 RNA 逆轉錄為 cDNA。實時 PCR 總反應體系為 20 μL，包含 10 μL 的實時 PCR 預混液，左右引物各 0.8 μL，7.4 μL 的超純水和 1.0 μL 的模板。采用三步法進行 qPCR：預變性 95 ℃ 30 s，接著 40 個循環包括變性 95 ℃ 5 s，60 ℃ 退火 20 s 及延伸 72 ℃ 20 s，每個樣品做 3 次重復檢測，采用 2－△△Ct法分析目的基因的相對表達情況。引物采用 Primer Premier 5 軟件進行設計，由武漢天一輝遠生物科技有限公司合成。
表1
IL-6、IL-10、IL-17 基因引物序列
1.2.5 流式細胞術檢測外周血細胞中 Treg 及 Th17 細胞百分比
取肝素鋰抗凝的小鼠外周血 1 mL，用等體積磷酸鹽緩沖液（PBS）稀釋后加入 2 mL 淋巴細胞分離液，2 500 r/min 離心 20 min，收集白色霧狀淋巴細胞層，RPMI1640 培養基洗滌后調節細胞濃度為 1×107/mL。取 1×106個細胞，100 μL PBS 重懸后加入 2 μL CD4 和 CD25 抗體，避光孵育 30 min，PBS 洗滌后加入固定劑 1 mL，避光孵育 20 min 后離心棄上清，隨后加入破膜劑 1 mL，避光孵育 10 min 后離心棄上清，接著 100 μL PBS 重懸細胞，再加入 2 μL 的 Foxp3 抗體，避光孵育 45 min，400 μL 的 PBS 重懸細胞后上機檢測 Treg 細胞百分比。取 1×106個細胞，1 mL 的 RPMI1640 細胞培養基重懸，加入 2 μL 的佛波酯（50 ng/mL）、離子酶素（2 μg/mL）及莫能菌素（3 μg/mL），于 37 ℃ 5% CO2 培養箱中共培養 6 h，PBS 洗滌并重懸細胞后加入 2 μL CD4 抗體，4 ℃ 避光孵育 30 min，接著加入固定劑及破膜劑后 100 μL PBS 重懸細胞，每管加入 2 μL 的 IL-17 抗體，4 ℃ 避光孵育 45 min 后上機檢測。
1.3 統計學方法
采用 SPSS 17.0 統計軟件。呈正態分布的計量數據以均數±標準差（
±s）表示，組間比較通過單因素方差分析。P<0.05 為差異有統計學意義。
2 結果
2.1 小鼠肺水腫變化
和對照組比較，假手術組小鼠體重、肺濕重及肺濕重/體重比值無顯著性變化（P>0.05），模型組小鼠體重無顯著性變化，肺濕重及肺濕重/體重比值顯著性增加（P<0.05）；和模型組比較，OP-D 組、地塞米松組小鼠體重均無顯著性變化，而肺濕重及肺濕重/體重比值顯著性下降（P<0.05）。結果見表 2。
表2
各組小鼠體重、肺濕重變化（
，n=10）
2.2 OP-D 對小鼠肺組織的影響
結果見圖 1。對照組肺組織結構完整。模型組肺泡間隔明顯增厚，肺泡萎陷，肺間質和肺泡腔內有大量炎性細胞浸潤、出血。OP-D 組和地塞米松組以上病理狀況有所改善。
圖1
小鼠肺組織病理檢查像（HE×200）
a. 對照組；b. 假手術組；c. 模型組；d. OP-D 組；e. 地塞米松組。模型組肺泡間隔明顯增厚（黑箭），肺泡萎陷（藍箭），肺間質和肺泡腔內有大量炎性細胞浸潤（黃箭）、出血（紅箭）。OP-D 組和地塞米松組以上病理狀況有所改善。
2.3 小鼠肺組織中 IL-6、IL-10、IL-17 的 mRNA 表達變化
結果見圖 2。和對照組比較，假手術組肺組織中 IL-6、IL-10、IL-17 的 mRNA 表達無顯著性變化（P>0.05）；和假手術組比較，模型組小鼠肺組織中 IL-6、IL-17 的 mRNA 表達顯著性增加（P<0.05），IL-10 的 mRNA 顯著性減少（P<0.05）；和模型組相比，OP-D 組、地塞米松組小鼠肺組織中 IL-6、IL-17 的 mRNA 表達顯著性減少（P<0.05），IL-10 的 mRNA 顯著性增加（P<0.05）。
圖2
OP-D 對小鼠肺組織中 IL-6、IL-10、IL-17 的影響
與假手術組比較，*
2.4 小鼠外周血中 Treg 及 Th17 細胞百分比變化
結果見圖 3、4 和表 3。與對照組比較，假手術組外周血中 Treg 及 Th17 細胞百分比無顯著性變化（均 P>0.05）；與正常組比較，模型組小鼠外周血中 Th17 細胞百分比增加，Treg 細胞百分比減少；與模型組比較，OP-D 組、地塞米松組小鼠外周血中 Th17 細胞百分比減少，Treg 細胞百分比增加。
圖3
各組小鼠 Th17 細胞流式細胞檢測像
圖4
各組小鼠 Treg 細胞流式細胞檢測像
表3
各組小鼠外周血 Th17 及 Treg 細胞百分比變化（
，n=3）
3 討論
麥冬有明顯的抗炎癥、抗氧化、促進微循環等特性[11]。本研究通過 OP-D 治療 ALI 小鼠，發現與對照組相比，模型組小鼠肺水腫程度顯著性增加，肺組織細胞排列紊亂、可見大量破裂細胞；經過 OP-D 治療后，小鼠肺水腫程度顯著性減少，肺損傷減輕，表明 OP-D 對脂多糖誘導的 ALI 模型具有一定的治療作用。
ALI 的發病機制較為復雜，炎癥反應所引起的組織損傷在 ALI 的病理過程中具有重要作用，ALI 的本質即為炎癥反應的失控[12]。Th17 細胞和 Treg 細胞是近年來新發現的 CD4+ T 細胞的 2 個亞群，其對調節機體的免疫狀態、調控炎癥反應有著重要的作用[13]。Th17 細胞根據其主要分泌 IL-17 而得名，IL-17 可促進抗原提呈細胞分泌 IL-6、腫瘤壞死因子-α 等多種促炎因子，并向炎癥部位募集中性粒細胞，參與并擴大宿主炎癥反應。此外，IL-17 可通過誘導粒細胞集落刺激因子促進中性粒細胞的分化和成熟，刺激單核細胞及成纖維細胞活化，發揮強效的促炎作用，因此 IL-17 被認為是誘發炎癥反應的關鍵因子，參與多種自身免疫性疾病[14-16]。Treg 細胞是一類具有免疫抑制功能的 T 淋巴細胞亞群，主要通過分泌 IL-10 和轉化生長因子-β1 等細胞因子來抑制效應性 T 細胞增殖及毒性而調控自身免疫，從而維持機體免疫平衡[17]。正常狀態下，Treg 細胞保持低免疫應答；病理狀態下，Treg 細胞通過抑制過強的免疫反應而減輕機體炎性損傷，使炎癥趨于慢性化。Th17/Treg 細胞在分化上相互抑制，功能上反向調節，兩者之間的平衡有利于維持機體免疫內穩態，并且在免疫相關類疾病方面扮演重要角色[18-21]。研究發現 OP-D 對細顆粒物（PM2.5）誘導的急性呼吸系統炎性損傷具有緩解作用，可抑制肺泡上皮細胞內促炎信號通路的激活，降低炎性細胞因子的釋放[22]。鑒于 OP-D 在呼吸系統中對炎癥反應的抑制作用，我們推測 OP-D 在 ALI 炎癥反應中可能也具有相同的作用。本研究結果表明，與模型組相比，OP-D 組小鼠 Th17 細胞百分比及 IL-6、IL-17 表達水平顯著性降低，Treg 細胞百分比及 IL-10 表達水平升高，提示 OP-D 調節了機體 Th17/Treg 細胞平衡，進而改善了 ALI 小鼠失控的炎癥反應，緩解了小鼠肺組織的病理癥狀。
綜上所述，本研究證實 OP-D 對脂多糖誘導的 ALI 小鼠模型具有一定的治療作用，其機制可能與調節機體 Th17/Treg 細胞平衡及其細胞因子釋放水平，抑制炎癥反應有關。
利益沖突：本研究不涉及任何利益沖突。
急性肺損傷（ALI）是以肺部急性炎癥為特征的呼吸系統疾病，其發病機制非常復雜，致病因素也多種多樣，包括嚴重感染、中毒、出血性休克等多種因素[1]。研究發現血清中白細胞介素（IL）-17 以及 Th17、Treg 細胞水平與慢性阻塞性肺疾病患者的肺功能及病情嚴重程度密切相關，對患者的預后有重要的參考價值[2]。因此，推測 Th17、Treg 細胞及其相關細胞因子可能參與了 ALI 的發病過程。秦翌佳等[3]證實 IL-17 參與了 ALI 小鼠的炎癥免疫調節過程。由于中藥治療具有多靶點協同以及不良反應較輕的優勢，使得中藥在臨床應用上得到了越來越多的重視[4]。麥冬是一味常用的中藥，具有潤肺清心的功效，被廣泛用于炎癥性疾病的治療[5]。麥冬皂苷 D（OP-D）是從麥冬根莖中提取的一種載體皂苷類化合物，具有抗氧化、抗炎癥等作用[6-7]。但是關于 OP-D 對于 ALI 是否有一定的保護作用尚未見國內外報道。因此，本研究擬通過動物實驗研究 OP-D 對脂多糖誘導小鼠 ALI 的保護作用。
1 材料與方法
1.1 材料
1.1.1 主要試劑、儀器
OP-D、地塞米松、肝素鋰（Aladdin，批號：O115680、D137736、H101524）；脂多糖、戊巴比妥鈉（Sigma，批號：L3012、P3761）；TRIzol 試劑（Ambion，批號：15596026）；RNA 反轉錄試劑盒，TAKARA 熒光定量試劑盒（TAKARA，批號：639505）；CD4、CD25、Foxp3、IL-17 抗體（eBioscience，批號：11-0041-81、15-0251-81、12-5773-80、12-7177-81）。離心機（德國 Eppendorf 公司），石蠟切片機（德國 Lecia 公司），光學顯微鏡（日本尼康公司），超低溫冰箱（中國海爾公司），微量移液器（德國 Eppendorf 公司），流式細胞儀（美國艾森公司），電子天平（北京賽多利斯儀器系統有限公司），實時熒光定量 PCR 儀（美國 ABI 公司）。
1.1.2 實驗動物
50 只 SPF 級 C57BL/6 小鼠，雄性，7 周齡，體重 20～25 g，來自三峽大學。實驗動物生產許可證號：SCXK（鄂）2017-0012。動物實驗在武漢華聯科生物技術有限公司模型動物研究院進行。實驗動物使用許可證號：SYXK（鄂）2018-0104。所有實驗操作人員均具備《實驗動物專業技術考試合格證書》，所有動物實驗均符合湖北省動物管理委員會《實驗動物倫理證》的相關規定。
1.2 方法
1.2.1 動物造模和分組
將 50 只 SPF 級 C57BL/6 小鼠按照隨機數字表法分為對照組、假手術組、模型組、OP-D 組和地塞米松組，每組 10 只。小鼠于恒溫（21～25 ℃）、恒濕（40%～65%）條件下適應性飼養 7 d 后開始實驗。實驗開始第 1 天，地塞米松組給予 2 mg/kg 的地塞米松灌胃[8]，OP-D 組小鼠給予相應 10 mg/kg 的 OP-D 灌胃[9]，正常組及假手術組灌胃同體積生理鹽水，給藥體積 10 mL/kg。實驗開始第 2 天，模型組及藥物干預組小鼠麻醉后分離皮下組織，暴露氣管后滴入脂多糖（2 mg/kg，30 μL）制作 ALI 模型[10]，假手術組滴入等體積生理鹽水，正常組不做處理。術后 6 h 小鼠稱重后過量戊巴比妥鈉（100 mg/kg）麻醉處死，斷頭取外周血及肺組織。
1.2.2 小鼠肺肺水腫參數測定
取小鼠左肺組織，用吸水紙吸干表面水分及血液后稱量其濕重，計算左肺濕重/體重比值，反映肺水腫程度。
1.2.3 蘇木素–伊紅染色觀察小鼠肺組織病理變化
取小鼠右肺組織于 4% 多聚甲醛中固定 48 h，經過逐步脫水，石蠟包埋后，以 5 μm 的厚度均勻切片，行蘇木素–伊紅（HE）染色拍片。脫蠟后蘇木素染色，1% 的鹽酸酒精分化，伊紅染色，中性樹膠封片后拍片。
1.2.4 熒光定量聚合酶鏈式反應法檢測小鼠肺組織中 IL-6、IL-10、IL-17 的 mRNA 表達
設計并合成小鼠 IL-6、IL-10、IL-17 的熒光定量聚合酶鏈式反應（qPCR）檢測引物（表 1）。取小鼠肺組織，按照 TRIzol 試劑盒說明書提取組織的總 RNA。采用逆轉錄試劑盒將 RNA 逆轉錄為 cDNA。實時 PCR 總反應體系為 20 μL，包含 10 μL 的實時 PCR 預混液，左右引物各 0.8 μL，7.4 μL 的超純水和 1.0 μL 的模板。采用三步法進行 qPCR：預變性 95 ℃ 30 s，接著 40 個循環包括變性 95 ℃ 5 s，60 ℃ 退火 20 s 及延伸 72 ℃ 20 s，每個樣品做 3 次重復檢測，采用 2－△△Ct法分析目的基因的相對表達情況。引物采用 Primer Premier 5 軟件進行設計，由武漢天一輝遠生物科技有限公司合成。
表1
IL-6、IL-10、IL-17 基因引物序列
1.2.5 流式細胞術檢測外周血細胞中 Treg 及 Th17 細胞百分比
取肝素鋰抗凝的小鼠外周血 1 mL，用等體積磷酸鹽緩沖液（PBS）稀釋后加入 2 mL 淋巴細胞分離液，2 500 r/min 離心 20 min，收集白色霧狀淋巴細胞層，RPMI1640 培養基洗滌后調節細胞濃度為 1×107/mL。取 1×106個細胞，100 μL PBS 重懸后加入 2 μL CD4 和 CD25 抗體，避光孵育 30 min，PBS 洗滌后加入固定劑 1 mL，避光孵育 20 min 后離心棄上清，隨后加入破膜劑 1 mL，避光孵育 10 min 后離心棄上清，接著 100 μL PBS 重懸細胞，再加入 2 μL 的 Foxp3 抗體，避光孵育 45 min，400 μL 的 PBS 重懸細胞后上機檢測 Treg 細胞百分比。取 1×106個細胞，1 mL 的 RPMI1640 細胞培養基重懸，加入 2 μL 的佛波酯（50 ng/mL）、離子酶素（2 μg/mL）及莫能菌素（3 μg/mL），于 37 ℃ 5% CO2 培養箱中共培養 6 h，PBS 洗滌并重懸細胞后加入 2 μL CD4 抗體，4 ℃ 避光孵育 30 min，接著加入固定劑及破膜劑后 100 μL PBS 重懸細胞，每管加入 2 μL 的 IL-17 抗體，4 ℃ 避光孵育 45 min 后上機檢測。
1.3 統計學方法
采用 SPSS 17.0 統計軟件。呈正態分布的計量數據以均數±標準差（±s）表示，組間比較通過單因素方差分析。P<0.05 為差異有統計學意義。
2 結果
2.1 小鼠肺水腫變化
和對照組比較，假手術組小鼠體重、肺濕重及肺濕重/體重比值無顯著性變化（P>0.05），模型組小鼠體重無顯著性變化，肺濕重及肺濕重/體重比值顯著性增加（P<0.05）；和模型組比較，OP-D 組、地塞米松組小鼠體重均無顯著性變化，而肺濕重及肺濕重/體重比值顯著性下降（P<0.05）。結果見表 2。
表2
各組小鼠體重、肺濕重變化（，n=10）
2.2 OP-D 對小鼠肺組織的影響
結果見圖 1。對照組肺組織結構完整。模型組肺泡間隔明顯增厚，肺泡萎陷，肺間質和肺泡腔內有大量炎性細胞浸潤、出血。OP-D 組和地塞米松組以上病理狀況有所改善。
圖1
小鼠肺組織病理檢查像（HE×200）
a. 對照組；b. 假手術組；c. 模型組；d. OP-D 組；e. 地塞米松組。模型組肺泡間隔明顯增厚（黑箭），肺泡萎陷（藍箭），肺間質和肺泡腔內有大量炎性細胞浸潤（黃箭）、出血（紅箭）。OP-D 組和地塞米松組以上病理狀況有所改善。
2.3 小鼠肺組織中 IL-6、IL-10、IL-17 的 mRNA 表達變化
結果見圖 2。和對照組比較，假手術組肺組織中 IL-6、IL-10、IL-17 的 mRNA 表達無顯著性變化（P>0.05）；和假手術組比較，模型組小鼠肺組織中 IL-6、IL-17 的 mRNA 表達顯著性增加（P<0.05），IL-10 的 mRNA 顯著性減少（P<0.05）；和模型組相比，OP-D 組、地塞米松組小鼠肺組織中 IL-6、IL-17 的 mRNA 表達顯著性減少（P<0.05），IL-10 的 mRNA 顯著性增加（P<0.05）。
圖2
OP-D 對小鼠肺組織中 IL-6、IL-10、IL-17 的影響
與假手術組比較，*
2.4 小鼠外周血中 Treg 及 Th17 細胞百分比變化
結果見圖 3、4 和表 3。與對照組比較，假手術組外周血中 Treg 及 Th17 細胞百分比無顯著性變化（均 P>0.05）；與正常組比較，模型組小鼠外周血中 Th17 細胞百分比增加，Treg 細胞百分比減少；與模型組比較，OP-D 組、地塞米松組小鼠外周血中 Th17 細胞百分比減少，Treg 細胞百分比增加。
圖3
各組小鼠 Th17 細胞流式細胞檢測像
圖4
各組小鼠 Treg 細胞流式細胞檢測像
表3
各組小鼠外周血 Th17 及 Treg 細胞百分比變化（，n=3）
3 討論
麥冬有明顯的抗炎癥、抗氧化、促進微循環等特性[11]。本研究通過 OP-D 治療 ALI 小鼠，發現與對照組相比，模型組小鼠肺水腫程度顯著性增加，肺組織細胞排列紊亂、可見大量破裂細胞；經過 OP-D 治療后，小鼠肺水腫程度顯著性減少，肺損傷減輕，表明 OP-D 對脂多糖誘導的 ALI 模型具有一定的治療作用。
ALI 的發病機制較為復雜，炎癥反應所引起的組織損傷在 ALI 的病理過程中具有重要作用，ALI 的本質即為炎癥反應的失控[12]。Th17 細胞和 Treg 細胞是近年來新發現的 CD4+ T 細胞的 2 個亞群，其對調節機體的免疫狀態、調控炎癥反應有著重要的作用[13]。Th17 細胞根據其主要分泌 IL-17 而得名，IL-17 可促進抗原提呈細胞分泌 IL-6、腫瘤壞死因子-α 等多種促炎因子，并向炎癥部位募集中性粒細胞，參與并擴大宿主炎癥反應。此外，IL-17 可通過誘導粒細胞集落刺激因子促進中性粒細胞的分化和成熟，刺激單核細胞及成纖維細胞活化，發揮強效的促炎作用，因此 IL-17 被認為是誘發炎癥反應的關鍵因子，參與多種自身免疫性疾病[14-16]。Treg 細胞是一類具有免疫抑制功能的 T 淋巴細胞亞群，主要通過分泌 IL-10 和轉化生長因子-β1 等細胞因子來抑制效應性 T 細胞增殖及毒性而調控自身免疫，從而維持機體免疫平衡[17]。正常狀態下，Treg 細胞保持低免疫應答；病理狀態下，Treg 細胞通過抑制過強的免疫反應而減輕機體炎性損傷，使炎癥趨于慢性化。Th17/Treg 細胞在分化上相互抑制，功能上反向調節，兩者之間的平衡有利于維持機體免疫內穩態，并且在免疫相關類疾病方面扮演重要角色[18-21]。研究發現 OP-D 對細顆粒物（PM2.5）誘導的急性呼吸系統炎性損傷具有緩解作用，可抑制肺泡上皮細胞內促炎信號通路的激活，降低炎性細胞因子的釋放[22]。鑒于 OP-D 在呼吸系統中對炎癥反應的抑制作用，我們推測 OP-D 在 ALI 炎癥反應中可能也具有相同的作用。本研究結果表明，與模型組相比，OP-D 組小鼠 Th17 細胞百分比及 IL-6、IL-17 表達水平顯著性降低，Treg 細胞百分比及 IL-10 表達水平升高，提示 OP-D 調節了機體 Th17/Treg 細胞平衡，進而改善了 ALI 小鼠失控的炎癥反應，緩解了小鼠肺組織的病理癥狀。
綜上所述，本研究證實 OP-D 對脂多糖誘導的 ALI 小鼠模型具有一定的治療作用，其機制可能與調節機體 Th17/Treg 細胞平衡及其細胞因子釋放水平，抑制炎癥反應有關。
利益沖突：本研究不涉及任何利益沖突。
