引用本文： 袁偉鋒, 李理, 徐虹, 胡玉潔, 黃文杰. 氣管內滴入與腹膜腔注射脂多糖致肺組織炎癥損傷的動態變化比較. 中國呼吸與危重監護雜志, 2017, 16(3): 274-279. doi: 10.7507/1671-6205.201610045 復制
急性肺損傷（ALI）是機體遭受嚴重感染、休克、創傷等各種因素引起的肺組織結構發生特征性病理改變而出現的臨床綜合征，其病因以細菌感染常見[1]。目前認為 ALI 是多器官功能不全綜合征（MODS）的早期階段，因此糾正 ALI 是防止病情進展為 MODS 與降低死亡率的重要手段。ALI 治療的研究大多數建立在 ALI 動物模型的基礎上，目前復制 ALI 小鼠模型的方法較多。與呼吸系統感染有關的常見 ALI 模型建立方法為氣管內滴入脂多糖（LPS）和腹膜腔注射 LPS[2]。然而何種方法復制的 ALI 模型能更好地反映呼吸系統炎癥性損傷，或能更清晰地顯示 ALI 治療有效性并無充足證據支持。本研究將分別通過氣管內滴入與腹腔注射 LPS 這兩種方法復制 ALI 小鼠膜型，動態觀察肺損傷的生理及病理變化，分析上述兩種方法在反映呼吸系統感染引起的 ALI 的特點，并以此作為研究 ALI 治療方法時如何選擇動物模型復制方法的依據。
1 材料與方法
1.1 材料
1.1.1 實驗動物 8 周齡 BALB/c 小鼠共 144 只，雌雄各半，體重 18～22 g，由南方醫科大學實驗動物中心提供。所有動物操作和實驗流程均遵守《實驗動物管理條例》。
1.1.2 主要試劑與設備 LPS（E. coli O55:B5，Sigma 公司）；BCA 蛋白濃度測定試劑盒（江蘇碧云天公司）；小鼠腫瘤壞死因子-α（TNF-α）ELISA 試劑盒（深圳達科為公司）；光學顯微鏡（奧林巴斯，BX51）；酶標儀（Biocell，2010）；紫外分光光度計（BECKMAN 公司，DU530），電子天平。
1.2 方法
1.2.1 LPS 處理 將小鼠隨機平均分為氣管滴入 LPS 組（IT 組）、腹腔注射 LPS 組（IP 組）與對照組。IT 組小鼠腹腔注射水合氯醛麻醉后，鈍性分離氣管，氣管內滴入 LPS（5 mg/kg，100 μl）；IP 組小鼠腹腔注射 LPS（5 mg/kg，100 μl）。對照組小鼠麻醉后不作理。處理后小鼠自然蘇醒后歸籠。分別于處理后第 0、1、2、6、12、18、24、48 h 各組處死 6 只小鼠獲取標本。
1.2.2 支氣管肺泡灌洗液（BALF）獲取 小鼠經水合氯醛麻醉后腹主動脈充分放血，剪開頸前皮膚，分離暴露氣管，向心端插入套管針，4 ℃ 生理鹽水灌洗 3 次，共 2 ml，計算總回收率，納入回收率達 80% 樣本，5 000 r/min 離心 10 min，留取上清液，ELISA 法檢測 BALF 中 TNF-α 濃度。操作按 ELISA 試劑盒說明書進行。
1.2.3 血清 TNF-α 濃度檢測 小鼠挖眼球取血，4 ℃ 下 5 000 r/min，離心 10 min，取上清液，ELISA 法檢測 TNF-α、白細胞介素-6（IL-6）含量。BALF 上清同樣采用 ELISA 法檢測 TNF-α 濃度。操作按 ELISA 試劑盒說明書進行。
1.2.4 BALF 蛋白含量檢測 BALF 離心取上清液，BCA 法檢測蛋白含量。操作按 BCA 蛋白濃度測定試劑盒操作說明進行。
1.2.5 肺濕/干重比值 小鼠開胸后分離左肺，濾紙吸干肺表面液體，置電子天平稱量濕重。稱重后左肺于 80 ℃ 干燥 48 h 后取出，稱量干重并計算濕/干重比值。
1.2.6 肺組織病理半定量評分 小鼠經腹主動脈充分放血后分離肺組織，并置 10% 中性甲醛中固定。肺組織常規脫水、石蠟包埋，切片后行 HE 染色，參照 Mikawa 等[3]的方法以 4 項指標進行肺損傷評分：（1）肺泡充血；（2）出血；（3）間隙或血管壁中性粒細胞浸潤或聚集；（4）肺泡間隔增厚或透明膜形成。0 分：極輕度損傷；1 分：輕度損傷；2 分：中度損傷；3：重度損傷；4 分：嚴重損傷。將 4 項指標得分相加作為總分。由 3 名病理科醫師分別對肺組織損傷程度進行評分，取其平均值。
1.3 統計學方法
所有數據處理通過 SPSS 11.5 統計軟件完成。計量資料以均數±標準差（ ）表示。采用多樣本重復測量方差分析比較各組均數差異，組間均數兩兩比較采用 LSD 法；同一時間點不同組間比較采用多元方差分析，組間均數兩兩比較采用 LSD 法。顯著性水準 α 取 0.05，雙側。
2 結果
2.1 血清與 BALF 中 TNF-α 濃度
小鼠血清 TNF-α 濃度在 LPS 處理后迅速上升，在 1 h 即達最高濃度，與對照組相比明顯升高 [IP 組（360.45±52.59）pg/ml 比對照組（46.91±9.22）pg/ml，P<0.000；IT 組（355.19±92.09）pg/ml 比對照組（46.91±9.22）pg/ml，P<0.000]。LPS 處理 1 h 后，IP 組與 IT 組小鼠血清 TNF-α 濃度下降。除 0 h 外，IP 組與 IT 組小鼠血清 TNF-α 顯著高于對照組（P<0.024），而 IP 組與 IT 組間血清 TNF-α 濃度比較，差異無統計學意義（P=0.755）。
小鼠 BALF 中 TNF-α 濃度變化趨勢與血清 TNF-α 濃度變化趨勢相似，隨時間增加呈先上升后下降趨勢。在 0 h 外的其余時間點上，IP 組與 IT 組小鼠 TNF-α 濃度與對照組相比顯著增高（P<0.045），而IP 組與 IT 組間 BALF 中 TNF-α 濃度比較，差異無統計學意義（P=0.075）。結果見圖 1。
圖1
血清與 BALF 中 TNF-α 濃度變化 a. 血清； b. BALF
2.2 BALF 中總蛋白水平
接受 LPS 處理后，小鼠 BALF 中蛋白含量（mg pro/ml）明顯增高（IP/IT 組比對照組，P<0.001）。IP 組與 IT 組小鼠 BALF 蛋白含量在注射后 1 h 達最高值（IP 組 5.286±1.577 比對照組 0.896±0.141，P=0.004；IT 組 5.879±1.833 比對照組 0.896±0.141，P=0.001）。LPS 處理 1 h 后 BALF 蛋白含量開始下降，于 48 h 兩組 BALF 蛋白含量與對照組相比無顯著差異（IP 組 1.718±0.478 比對照組 0.992±0.144，P=0.485；IT 組 2.273±1.817 比對照組 0.992±0.144，P=0.197）。IP 組與 IT 組 BALF 蛋白含量變化之間無顯著差異（P=0.545）。三組小鼠 BALF 蛋白含量變化見圖 2。
圖2
BALF 蛋白含量-時間曲線
2.3 小鼠肺濕/干重比值
小鼠在接受 LPS 處理后出現濕/干重比值顯著升高（IP/IT 組比對照組，P<0.001），以 IP 組濕/干重比值增高更顯著（IP 組比 IT 組，P=0.009）。IP/IT 組小鼠肺濕/干重比值在 LPS 處理后 6 h 達最高值（IP 組 5.972±0.327 比對照組 4.679±0.103，P=0.001；IT 組 5.592±0.297 比對照組 4.679±0.103，P=0.005）。6 h 后肺濕/干重比值下降，于 LPS 注射后 48 h，IP 組動物肺濕/干重比值與對照組相比無顯著差異（4.735±0.094 比 4.549±0.108，P=0.094），IT 組則仍高于對照組（4.784±0.139 比 4.549±0.108，P=0.046）。三組小鼠肺濕/干重比值變化見圖 3。
圖3
小鼠肺濕/干重比值-時間曲線
2.4 肺組織病理改變
對照組小鼠肺泡結構清晰，肺泡壁薄，肺泡內未見水腫液。IT 組小鼠肺組織 2 h 尚可辨認出肺泡結構，但肺泡間隔增厚，炎細胞浸潤；6 h 肺泡結構已破壞；24 h 無法辨認肺泡結構，肺內大量炎細胞浸潤，以中性粒細胞為主，伴出血與水腫形成。IP 組肺組織損傷較 IT 組輕，各時間點均可辨認肺泡結構，但肺泡間隔增厚，中性粒細胞浸潤，主要見于間隔及間隔內血管，部分肺泡腔內有少量滲出。
在給予 LPS 處理后，IP 組與 IT 組小鼠肺組織病理評分顯著升高（IP/IT 組比對照組，P<0.001），以 IT 組評分升高顯著（IP 組比 IT 組，P<0.001）。在除 0 h 外的其他時間點，兩個 LPS 處理組小鼠肺組織病理評分顯著高于對照組（IP/IT 組比對照組，P<0.006）。各時間點肺組織病理改變見圖 4，病理半定量評分變化趨勢見圖 5。
圖4
IP 組與 IT 組小鼠肺組織病理檢查像（HE ×100）
圖5
肺組織病理評分變化
3 討論
ALI 是機體遭受嚴重感染、休克、創傷等各種因素引起的肺組織結構發生特征性病理改變而出現的臨床綜合征，臨床上表現為肺部彌漫性滲出和難以糾正的低氧血癥。其病理特點為肺泡毛細血管內皮細胞和肺泡上皮細胞損傷，肺泡-毛細血管膜通透性增加，病理生理改變主要是肺內氧分流增加和肺順應性下降，氧合指數下降[1, 4]。當 ALI 病情進展，易發生 MODS，因此明確 ALI 的病理生理特點及炎癥反應變化，有助于早期干預，減輕病情。
對 ALI 發病、致病機制的研究大多建立在動物實驗的基礎上，然而不同復制 ALI 小鼠模型的方法將導致不同的肺內改變，肺組織損傷及炎癥過程也不盡相同[5]。國內外普遍使用的模擬感染誘發的 ALI 造模方式主要有氣管內滴入 LPS[6-7]與腹膜腔內注射 LPS[8-10]。氣管內滴入 LPS 與呼吸道感染細胞的過程類似，LPS 直接損傷上皮細胞引起炎癥反應；腹腔注射 LPS 通過激活全身免疫系統引起炎癥反應，由于肺易受炎癥損傷，因此也可出現組織細胞破壞[11]。但如何選擇這兩種方法尚未有明確說法。為明確上述兩種 ALI 模型的基本區別并探討其適用范圍，本研究分別對小鼠進行氣管內滴入 LPS 與腹腔內注射 LPS 處理，并在不同時間點進行肺局部炎癥程度、組織破壞水平等檢測，以反映不同造模方法的 ALI 病變特點。
從氣管滴入 LPS 后，小鼠肺迅速出現炎癥反應相關的改變，表現為肺組織局部與全身 TNF-α 濃度增高、肺泡腔內蛋白滲出與肺水腫。滲出與炎癥因子釋放是炎癥反應過程中的重要病理生理改變，單次從腹膜腔注射與氣管內滴入 LPS 均可引起血清與 BALF 中 TNF-α 濃度、肺泡蛋白滲出等全身與肺局部炎癥反應，且隨時間延度呈“正常-異常-恢復至正常”的變化過程，兩種模型復制方法在引起 TNF-α 釋放與肺泡腔蛋白滲出程度相近。
肺水腫同樣反映肺局部炎癥反應的嚴重程度，隨著時間變化出現與炎癥介質、肺泡蛋白滲出類似的先升高后降低的改變。然而腹膜腔注射 LPS 引起的肺水腫程度比氣管滴入 LPS 更顯著。此外，小鼠在氣管滴入 LPS 后，肺組織結構迅速破壞，局部肺泡結構消失，局部肺泡間隔明顯增厚，間質可見出血。肺組織損傷隨時間延長僅出現部分好轉。腹膜腔注射 LPS 的小鼠肺組織出現與氣管滴入 LPS 改變相同，但損傷程度明顯輕于氣管內滴入 LPS。兩種 ALI 動物模型復制方式中，氣管滴入 LPS 以肺組織破壞為主，血管床同時破壞，因此表現為病理損傷顯著而腫水腫相對較輕；而腹膜腔注射 LPS 引起肺局部組織破壞較輕，組織細胞與血管仍保留較好的反應性，腫水腫程度則比較顯著。
針對不同的實驗類型與研究目的，需要根據兩種肺組織損傷程度及損傷恢復特點選擇 ALI 動物模型復制方法。腹腔內注射 LPS 操作簡單，動物所受痛苦較輕，在探討肺局部炎癥反應變化的研究中，可以采用腹腔注射 LPS 的方法復制 ALI 過程中的炎癥反應過程。氣管內滴入 LPS 操作相對復雜，動物有一定的窒息死亡可能性，但其肺組織損傷明顯，隨時間好轉的趨勢不明顯，在研究減輕肺組織破壞的策略時，盡可能選擇氣管內滴入 LPS。氣管內滴入 LPS 復制 ALI 模型既有利于觀察干預因素對肺組織損傷保護的作用，也能最大可能地減少時間因素對肺組織損傷病理改變的影響。
通過上述動態觀察，氣管內滴入 LPS 與腹膜腔注射 LPS 均可復制小鼠 ALI 模型，但二者所引起 ALI 具有不同的特征。在進行細菌感染引起 ALI 的研究時，應根據不同的研究目的選用不同的 ALI 模型復制方法。對于其他原因引起的 ALI 研究方向，也需在明確相對應的 ALI 病理、病理生理改變的基礎上，合理選擇模型復制方法，以獲得更合理的實驗結果。
急性肺損傷（ALI）是機體遭受嚴重感染、休克、創傷等各種因素引起的肺組織結構發生特征性病理改變而出現的臨床綜合征，其病因以細菌感染常見[1]。目前認為 ALI 是多器官功能不全綜合征（MODS）的早期階段，因此糾正 ALI 是防止病情進展為 MODS 與降低死亡率的重要手段。ALI 治療的研究大多數建立在 ALI 動物模型的基礎上，目前復制 ALI 小鼠模型的方法較多。與呼吸系統感染有關的常見 ALI 模型建立方法為氣管內滴入脂多糖（LPS）和腹膜腔注射 LPS[2]。然而何種方法復制的 ALI 模型能更好地反映呼吸系統炎癥性損傷，或能更清晰地顯示 ALI 治療有效性并無充足證據支持。本研究將分別通過氣管內滴入與腹腔注射 LPS 這兩種方法復制 ALI 小鼠膜型，動態觀察肺損傷的生理及病理變化，分析上述兩種方法在反映呼吸系統感染引起的 ALI 的特點，并以此作為研究 ALI 治療方法時如何選擇動物模型復制方法的依據。
1 材料與方法
1.1 材料
1.1.1 實驗動物 8 周齡 BALB/c 小鼠共 144 只，雌雄各半，體重 18～22 g，由南方醫科大學實驗動物中心提供。所有動物操作和實驗流程均遵守《實驗動物管理條例》。
1.1.2 主要試劑與設備 LPS（E. coli O55:B5，Sigma 公司）；BCA 蛋白濃度測定試劑盒（江蘇碧云天公司）；小鼠腫瘤壞死因子-α（TNF-α）ELISA 試劑盒（深圳達科為公司）；光學顯微鏡（奧林巴斯，BX51）；酶標儀（Biocell，2010）；紫外分光光度計（BECKMAN 公司，DU530），電子天平。
1.2 方法
1.2.1 LPS 處理 將小鼠隨機平均分為氣管滴入 LPS 組（IT 組）、腹腔注射 LPS 組（IP 組）與對照組。IT 組小鼠腹腔注射水合氯醛麻醉后，鈍性分離氣管，氣管內滴入 LPS（5 mg/kg，100 μl）；IP 組小鼠腹腔注射 LPS（5 mg/kg，100 μl）。對照組小鼠麻醉后不作理。處理后小鼠自然蘇醒后歸籠。分別于處理后第 0、1、2、6、12、18、24、48 h 各組處死 6 只小鼠獲取標本。
1.2.2 支氣管肺泡灌洗液（BALF）獲取 小鼠經水合氯醛麻醉后腹主動脈充分放血，剪開頸前皮膚，分離暴露氣管，向心端插入套管針，4 ℃ 生理鹽水灌洗 3 次，共 2 ml，計算總回收率，納入回收率達 80% 樣本，5 000 r/min 離心 10 min，留取上清液，ELISA 法檢測 BALF 中 TNF-α 濃度。操作按 ELISA 試劑盒說明書進行。
1.2.3 血清 TNF-α 濃度檢測 小鼠挖眼球取血，4 ℃ 下 5 000 r/min，離心 10 min，取上清液，ELISA 法檢測 TNF-α、白細胞介素-6（IL-6）含量。BALF 上清同樣采用 ELISA 法檢測 TNF-α 濃度。操作按 ELISA 試劑盒說明書進行。
1.2.4 BALF 蛋白含量檢測 BALF 離心取上清液，BCA 法檢測蛋白含量。操作按 BCA 蛋白濃度測定試劑盒操作說明進行。
1.2.5 肺濕/干重比值 小鼠開胸后分離左肺，濾紙吸干肺表面液體，置電子天平稱量濕重。稱重后左肺于 80 ℃ 干燥 48 h 后取出，稱量干重并計算濕/干重比值。
1.2.6 肺組織病理半定量評分 小鼠經腹主動脈充分放血后分離肺組織，并置 10% 中性甲醛中固定。肺組織常規脫水、石蠟包埋，切片后行 HE 染色，參照 Mikawa 等[3]的方法以 4 項指標進行肺損傷評分：（1）肺泡充血；（2）出血；（3）間隙或血管壁中性粒細胞浸潤或聚集；（4）肺泡間隔增厚或透明膜形成。0 分：極輕度損傷；1 分：輕度損傷；2 分：中度損傷；3：重度損傷；4 分：嚴重損傷。將 4 項指標得分相加作為總分。由 3 名病理科醫師分別對肺組織損傷程度進行評分，取其平均值。
1.3 統計學方法
所有數據處理通過 SPSS 11.5 統計軟件完成。計量資料以均數±標準差（ ）表示。采用多樣本重復測量方差分析比較各組均數差異，組間均數兩兩比較采用 LSD 法；同一時間點不同組間比較采用多元方差分析，組間均數兩兩比較采用 LSD 法。顯著性水準 α 取 0.05，雙側。
2 結果
2.1 血清與 BALF 中 TNF-α 濃度
小鼠血清 TNF-α 濃度在 LPS 處理后迅速上升，在 1 h 即達最高濃度，與對照組相比明顯升高 [IP 組（360.45±52.59）pg/ml 比對照組（46.91±9.22）pg/ml，P<0.000；IT 組（355.19±92.09）pg/ml 比對照組（46.91±9.22）pg/ml，P<0.000]。LPS 處理 1 h 后，IP 組與 IT 組小鼠血清 TNF-α 濃度下降。除 0 h 外，IP 組與 IT 組小鼠血清 TNF-α 顯著高于對照組（P<0.024），而 IP 組與 IT 組間血清 TNF-α 濃度比較，差異無統計學意義（P=0.755）。
小鼠 BALF 中 TNF-α 濃度變化趨勢與血清 TNF-α 濃度變化趨勢相似，隨時間增加呈先上升后下降趨勢。在 0 h 外的其余時間點上，IP 組與 IT 組小鼠 TNF-α 濃度與對照組相比顯著增高（P<0.045），而IP 組與 IT 組間 BALF 中 TNF-α 濃度比較，差異無統計學意義（P=0.075）。結果見圖 1。
圖1
血清與 BALF 中 TNF-α 濃度變化 a. 血清； b. BALF
2.2 BALF 中總蛋白水平
接受 LPS 處理后，小鼠 BALF 中蛋白含量（mg pro/ml）明顯增高（IP/IT 組比對照組，P<0.001）。IP 組與 IT 組小鼠 BALF 蛋白含量在注射后 1 h 達最高值（IP 組 5.286±1.577 比對照組 0.896±0.141，P=0.004；IT 組 5.879±1.833 比對照組 0.896±0.141，P=0.001）。LPS 處理 1 h 后 BALF 蛋白含量開始下降，于 48 h 兩組 BALF 蛋白含量與對照組相比無顯著差異（IP 組 1.718±0.478 比對照組 0.992±0.144，P=0.485；IT 組 2.273±1.817 比對照組 0.992±0.144，P=0.197）。IP 組與 IT 組 BALF 蛋白含量變化之間無顯著差異（P=0.545）。三組小鼠 BALF 蛋白含量變化見圖 2。
圖2
BALF 蛋白含量-時間曲線
2.3 小鼠肺濕/干重比值
小鼠在接受 LPS 處理后出現濕/干重比值顯著升高（IP/IT 組比對照組，P<0.001），以 IP 組濕/干重比值增高更顯著（IP 組比 IT 組，P=0.009）。IP/IT 組小鼠肺濕/干重比值在 LPS 處理后 6 h 達最高值（IP 組 5.972±0.327 比對照組 4.679±0.103，P=0.001；IT 組 5.592±0.297 比對照組 4.679±0.103，P=0.005）。6 h 后肺濕/干重比值下降，于 LPS 注射后 48 h，IP 組動物肺濕/干重比值與對照組相比無顯著差異（4.735±0.094 比 4.549±0.108，P=0.094），IT 組則仍高于對照組（4.784±0.139 比 4.549±0.108，P=0.046）。三組小鼠肺濕/干重比值變化見圖 3。
圖3
小鼠肺濕/干重比值-時間曲線
2.4 肺組織病理改變
對照組小鼠肺泡結構清晰，肺泡壁薄，肺泡內未見水腫液。IT 組小鼠肺組織 2 h 尚可辨認出肺泡結構，但肺泡間隔增厚，炎細胞浸潤；6 h 肺泡結構已破壞；24 h 無法辨認肺泡結構，肺內大量炎細胞浸潤，以中性粒細胞為主，伴出血與水腫形成。IP 組肺組織損傷較 IT 組輕，各時間點均可辨認肺泡結構，但肺泡間隔增厚，中性粒細胞浸潤，主要見于間隔及間隔內血管，部分肺泡腔內有少量滲出。
在給予 LPS 處理后，IP 組與 IT 組小鼠肺組織病理評分顯著升高（IP/IT 組比對照組，P<0.001），以 IT 組評分升高顯著（IP 組比 IT 組，P<0.001）。在除 0 h 外的其他時間點，兩個 LPS 處理組小鼠肺組織病理評分顯著高于對照組（IP/IT 組比對照組，P<0.006）。各時間點肺組織病理改變見圖 4，病理半定量評分變化趨勢見圖 5。
圖4
IP 組與 IT 組小鼠肺組織病理檢查像（HE ×100）
圖5
肺組織病理評分變化
3 討論
ALI 是機體遭受嚴重感染、休克、創傷等各種因素引起的肺組織結構發生特征性病理改變而出現的臨床綜合征，臨床上表現為肺部彌漫性滲出和難以糾正的低氧血癥。其病理特點為肺泡毛細血管內皮細胞和肺泡上皮細胞損傷，肺泡-毛細血管膜通透性增加，病理生理改變主要是肺內氧分流增加和肺順應性下降，氧合指數下降[1, 4]。當 ALI 病情進展，易發生 MODS，因此明確 ALI 的病理生理特點及炎癥反應變化，有助于早期干預，減輕病情。
對 ALI 發病、致病機制的研究大多建立在動物實驗的基礎上，然而不同復制 ALI 小鼠模型的方法將導致不同的肺內改變，肺組織損傷及炎癥過程也不盡相同[5]。國內外普遍使用的模擬感染誘發的 ALI 造模方式主要有氣管內滴入 LPS[6-7]與腹膜腔內注射 LPS[8-10]。氣管內滴入 LPS 與呼吸道感染細胞的過程類似，LPS 直接損傷上皮細胞引起炎癥反應；腹腔注射 LPS 通過激活全身免疫系統引起炎癥反應，由于肺易受炎癥損傷，因此也可出現組織細胞破壞[11]。但如何選擇這兩種方法尚未有明確說法。為明確上述兩種 ALI 模型的基本區別并探討其適用范圍，本研究分別對小鼠進行氣管內滴入 LPS 與腹腔內注射 LPS 處理，并在不同時間點進行肺局部炎癥程度、組織破壞水平等檢測，以反映不同造模方法的 ALI 病變特點。
從氣管滴入 LPS 后，小鼠肺迅速出現炎癥反應相關的改變，表現為肺組織局部與全身 TNF-α 濃度增高、肺泡腔內蛋白滲出與肺水腫。滲出與炎癥因子釋放是炎癥反應過程中的重要病理生理改變，單次從腹膜腔注射與氣管內滴入 LPS 均可引起血清與 BALF 中 TNF-α 濃度、肺泡蛋白滲出等全身與肺局部炎癥反應，且隨時間延度呈“正常-異常-恢復至正常”的變化過程，兩種模型復制方法在引起 TNF-α 釋放與肺泡腔蛋白滲出程度相近。
肺水腫同樣反映肺局部炎癥反應的嚴重程度，隨著時間變化出現與炎癥介質、肺泡蛋白滲出類似的先升高后降低的改變。然而腹膜腔注射 LPS 引起的肺水腫程度比氣管滴入 LPS 更顯著。此外，小鼠在氣管滴入 LPS 后，肺組織結構迅速破壞，局部肺泡結構消失，局部肺泡間隔明顯增厚，間質可見出血。肺組織損傷隨時間延長僅出現部分好轉。腹膜腔注射 LPS 的小鼠肺組織出現與氣管滴入 LPS 改變相同，但損傷程度明顯輕于氣管內滴入 LPS。兩種 ALI 動物模型復制方式中，氣管滴入 LPS 以肺組織破壞為主，血管床同時破壞，因此表現為病理損傷顯著而腫水腫相對較輕；而腹膜腔注射 LPS 引起肺局部組織破壞較輕，組織細胞與血管仍保留較好的反應性，腫水腫程度則比較顯著。
針對不同的實驗類型與研究目的，需要根據兩種肺組織損傷程度及損傷恢復特點選擇 ALI 動物模型復制方法。腹腔內注射 LPS 操作簡單，動物所受痛苦較輕，在探討肺局部炎癥反應變化的研究中，可以采用腹腔注射 LPS 的方法復制 ALI 過程中的炎癥反應過程。氣管內滴入 LPS 操作相對復雜，動物有一定的窒息死亡可能性，但其肺組織損傷明顯，隨時間好轉的趨勢不明顯，在研究減輕肺組織破壞的策略時，盡可能選擇氣管內滴入 LPS。氣管內滴入 LPS 復制 ALI 模型既有利于觀察干預因素對肺組織損傷保護的作用，也能最大可能地減少時間因素對肺組織損傷病理改變的影響。
通過上述動態觀察，氣管內滴入 LPS 與腹膜腔注射 LPS 均可復制小鼠 ALI 模型，但二者所引起 ALI 具有不同的特征。在進行細菌感染引起 ALI 的研究時，應根據不同的研究目的選用不同的 ALI 模型復制方法。對于其他原因引起的 ALI 研究方向，也需在明確相對應的 ALI 病理、病理生理改變的基礎上，合理選擇模型復制方法，以獲得更合理的實驗結果。
