引用本文： 黃偉, 湯禮軍, 張國虎, 王培紅, 李昆, 李薇, 古瑞, 張林. 大黃素致小鼠瀉劑結腸形成過程中Cajal間質細胞及SCF/c-Kit的動態變化. 中國普外基礎與臨床雜志, 2016, 23(4): 406-410. doi: 10.7507/1007-9424.20160109 復制
瀉劑結腸為慢傳輸型便秘（slow transit constipation，STC）的一種常見類型。近年來，隨著工作和生活壓力的增加以及瀉藥的濫用，其發病率逐年增高。美國慢性便秘的總體發病率為16%，每年的治療花費高達69億美元，其中僅瀉劑的花費就高達5億美元[1]。慢性便秘的治療困難以及療效不滿意使得部分患者不得不選擇部分結腸切除、腸造瘺、腸短路等手術治療來緩解癥狀[2]。
目前，瀉劑結腸的致病機理尚未完全闡明。有研究[3-4]表明，Cajal間質細胞（interstitial cells of cajal，ICC）位于神經纖維和平滑肌之間，被視為胃腸道的起搏細胞，可調節肌肉的興奮、抑制和神經傳遞，顯然ICC在瀉劑結腸致病過程中可能扮了重要角色。既往研究[5-6]表明，長期大劑量使用瀉劑可使腸道ICC數量顯著降低。且干細胞因子（stem cell factor，SCF）作為ICC特異性標志物酪氨酸激酶受體（c-Kit）的天然配體，已被證實SCF及c-Kit表達水平對ICC的數目及功能具有調控作用[7-8]。但在瀉劑結腸形成過程中，ICC是否存在動態變化，是否伴隨c-Kit及SCF的動態變化，目前尚未見報道。本研究擬模仿便秘患者服用瀉劑過程，給小鼠服用大黃素并逐漸加大用藥劑量[9]，觀察持續用藥后不同時間節點結腸ICC數量、SCF及c-Kit的動態變化，旨在為慢性便秘的防治提供理論依據。
1 材料與方法
1.1 實驗材料
1.1.1 實驗動物
健康雄性KM小鼠72只，清潔級，體質量25～30 g，由四川大學實驗動物中心提供，實驗動物許可證號：SCXK（111）2013-026。6只/籠飼養，實驗室清潔安靜，室溫20℃～25℃，相對濕度50%～70%。
1.1.2 主要材料及儀器
大黃素（成都克洛瑪生物科技有限公司，批號：1131128，純度：98%）；熒光顯微鏡（奧林巴斯PV1000）；冰凍切片機（Thermo fisher scientific Cryotome FE）；PE-anti-Kit（Pharmingen，San Diego，CA）；DAPI（武漢博士德生物工程有限公司）；SCF試劑盒（博士德生物，批號：EK0509）；c-Kit（Abcam）；酶標儀（Thermo MULTISKAN GO)；BCA蛋白濃度測定試劑盒和SDS-PAGE凝膠配置試劑盒購自北京碧云天生物技術有限公司；兔來源GAPDH和c-Kit單克隆一抗及羊抗兔HRP二抗均購自Abcam公司；ECL發光液購自北京博奧森生物技術有限公司。
1.2 實驗方法
1.2.1 動物分組和模型建立
將72只小鼠按照隨機數字表法分為空白對照組和持續用藥組，每組36只。適應性喂養3 d后，空白對照組飼以普通飼料；持續用藥組飼以含大黃素飼料, 以100 mg/（kg·d）開始喂養，每日劑量加倍，增至800 mg/（kg·d）時約半數動物出現稀便，維持此劑量至稀便消失；再按1 600 mg/（kg·d）為起始量，如此循環3次。整個過程共為82 d，最終劑量為6 400 mg/（kg·d）。實驗過程中有2只小鼠死亡。
1.2.2 觀察時間節點
持續用藥組分別于開始用藥后4、6、8、10及12周取材觀察；對照組在每個對應時間節點取材作為對照。
1.3 檢測指標及方法
1.3.1 組織免疫熒光染色
小鼠禁食不禁水24 h，于上述不同時間節點，0.1%戊巴比妥鈉腹腔注射麻醉后，立即剖腹取距回盲部1 cm處結腸約2 cm長，將結腸分段（0.5～1.0 cm），沖凈內容物后用濾紙吸去多余水分，然后標本用冰凍切片包埋劑（OCT）包埋、切片，切片厚度為6μm。將切片在4℃丙酮中浸泡20 min，PBS洗滌3×5 min；3% H2O2室溫封閉10 min，PBS洗滌3×5 min；5%BSA室溫封閉0.5 h，傾去多余液體；加入帶熒光標記抗體(PE-anti-Kit濃度1:50）4℃過夜孵育；傾去多余液體，加入4’，6二脒基-2-苯吲哚鹽酸（DAPI）染核（1:50），常溫孵育3 min，PBS洗滌3×10 min；PBS洗滌3×5 min；抗熒光淬滅封片劑封片，觀察ICC數目，陽性染色呈紅色。
1.3.2 ELISA法檢測血清SCF濃度
小鼠禁食不禁水24 h，于上述不同時間節點，0.1%戊巴比妥鈉腹腔注射麻醉后立即剖腹暴露腹主動脈，采血針采血2 mL，4℃3 000 r/min（r=16.5 cm）離心10 min。取上清液-80℃凍存備用。采用酶聯免疫雙抗夾心法測定血清SCF濃度。
1.3.3 Western blot法檢測結腸組織中c-Kit含量
小鼠禁食不禁水24 h，于上述不同時間節點，0.1%戊巴比妥鈉腹腔注射麻醉后立即剖腹取中段結腸約2 cm長，縱形剖開結腸，沖凈內容物后用濾紙吸去多余水分，-80℃凍存備用。取凍存結腸組織100 mg經研磨粉碎，加入1 000μL蛋白裂解液（10μL磷酸酶抑制劑，1μL蛋白酶抑制劑，5μL苯甲基磺酰氟（PMSF），充分裂解后，裂解液經4℃、14 000 r/min（r=10 cm)離心15 min，上清液經BCA蛋白試劑盒測定總蛋白濃度后進行Western blot分析。取50μg蛋白與上樣緩沖液混合，煮沸5 min，置于8%十二烷基磺酸鈉（SDS）變性聚丙烯酰胺凝膠電泳，電泳結束后半干電轉移法轉移至聚偏二氟乙烯膜（PVDF膜），室溫下5%牛血清白蛋白（BSA）封閉1 h。加入稀釋度為1:1的兔抗小鼠單克隆抗體（Abcam）4℃孵育過夜，第2天用羊抗兔二抗（1:5 000稀釋）室溫孵育1 h，0.5% Tris-HCL緩沖鹽溶液+吐溫（TBST）洗膜，化學發光法顯色，X線底片曝光。GAPDH作為內參照，實驗重復3次。UVP軟件測定各條帶光密度值，結果以目標條帶與內參照的積分光密度值（IOD）比值表示。
1.4 統計學方法
應用SPSS 19.0統計軟件，計量資料用均數±標準差（
2 結果
2.1 小鼠服用單體大黃素后一般情況觀察
小鼠用藥總時間為12周，全過程持續用藥組有2只小鼠死亡（死亡時間分別為用藥后8周和9周，死亡小鼠體型較小，解剖后腹腔及腸道未見明顯異常，死亡原因可能為長期腹瀉導致營養及電解質失衡）；持續用藥組小鼠較對照組平均體質量下降18%；于造模后7 d，持續用藥組小鼠的皮毛粗糙，1個月后，皮毛色澤偏紅；持續用藥組小鼠飲水量明顯增加，造模過程中有4只小鼠出現便血，其中2只出現脫肛；28只小鼠尿顏色呈濃茶色；造模完成后小鼠大便干結，量減少。
2.2 小鼠結腸變化
用藥12周后持續用藥組小鼠與空白對照組小鼠比較，其結腸長度及管徑輕微縮短和減小、腸道滯留大便較多，但腸道無明顯水腫及顏色改變（圖 1）。
圖1
示結腸大體標本，上方為對照組小鼠全結腸，下方為用藥12周小鼠全結腸 圖 2 示c-Kit免疫熒光標記小鼠結腸ICC形態和分布(c-Kit免疫熒光染色×100)。2AⅠ～2AⅢ：空白對照組，2AⅢ中見ICC細胞主要位于肌層和肌間區，多個ICC構成1條線性結構，ICC之間距離較近；2BⅠ～2BⅢ：持續用藥組給藥后6周，2BⅢ中見ICC數目減少，散在分布；2CⅠ～2CⅢ：持續用藥組給藥后12周，2CⅢ中見ICC顯著減少，散在分布；Ⅰ：c-Kit；Ⅱ：DAPI（內參照）；Ⅲ：合成圖
2.3 結腸ICC數量觀察結果
用免疫熒光顯微鏡觀察結腸冰凍切片，可見c-Kit陽性細胞主要分布于環層肌與縱層肌肌間區（圖 2）。造模后4周2組小鼠的結腸ICC數量差異無統計學意義（P=0.300）；與空白對照組比較，造模后6周開始，持續用藥組的結腸ICC數目明顯減少并持續下降（P < 0.01），10～12周時ICC數量顯著下降（P < 0.001），處于較低水平。具體結果見表 1。
表1
2組小鼠造模后各時相結腸ICC數量檢測結果（%，2.4 血清SCF檢測結果
ELISA檢測血清SCF水平結果見表 2。由表 2可見，與空白對照組比較，造模后4周持續用藥組的血清SCF水平即有下降（P=0.01）；造模后6周開始持續用藥組的血清SCF水平即明顯下降并呈逐漸下降趨勢（P < 0.001）。
表2
2組小鼠各時相血清SCF水平檢測結果（pg/mL，2.5 結腸組織中c-Kit蛋白檢測結果
經聚丙烯酞胺凝膠電泳和硝酸纖維素膜蛋白質印跡顯示出1條145×103的條帶, 符合c-Kit蛋白的分子量大小（圖 3）。與空白對照組相比, 持續給藥組用藥后4周，c-Kit蛋白表達水平開始降低，但并不明顯（P > 0.05）6周時c-Kit蛋白表達水平顯著降低（P < 0.05），見表 3。
圖3
示Western blot法檢測結腸組織中c-Kit蛋白的表達。1：對照；2：持續用藥4周；3：持續用藥6周；4：持續用藥8周；5：持續用藥10周；6：持續用藥12周
表3
2組小鼠結腸組織中c-Kit蛋白檢測結果（c-Kit/GAPDH值）
3 討論
瀉劑結腸作為一種常見的慢性便秘，臨床患者基本都有長期大劑量接觸刺激性瀉劑病史，并出現對其耐藥現象，最終需加大瀉劑劑量方能緩解便秘癥狀。目前，經典的瀉劑結腸動物模型則是模擬慢性便秘患者服用瀉劑特點，使得動物出現腸道動力下降，反復出現便秘等癥狀[9-10]。本研究引用經典瀉劑結腸造模方式，成功誘導出小鼠瀉劑結腸模型，小鼠出現相應癥狀與相關文獻描述相符合。
ICC作為胃腸道的起搏細胞，現已證實其數量減少和表型轉變是瀉劑結腸等胃腸動力疾病致病機理的重要因素[11-15]。瀉劑結腸模型中的ICC顯著減少，但在瀉劑結腸形成過程中，ICC是否存在動態變化，是否伴隨c-Kit及SCF的動態變化，目前尚未見報道。本研究對小鼠持續給予大黃素6～8周后，小鼠結腸組織中ICC數量則開始減少，用藥12周后小鼠結腸組織中ICC數量明顯減少，且排便時間明顯延長，此時小鼠的表現與臨床慢傳輸型便秘患者癥狀相似。
酪胺酸激酶受體c-Kit是ICC的特異性標志物，SCF是c-Kit的天然配體，SCF與c-Kit結合后所啟動的信號通路對ICC的增殖、分化及表型維持至關重要[16-18]。小鼠血清SCF和結腸c-Kit蛋白在服用瀉劑4周時則出現變化，可能與其長期腹瀉、吸收障礙有關。ICC數量在服用瀉劑6～8周時出現減少，此時血清SCF水平和結腸組織中c-Kit蛋白進一步降低，提示SCF與c-Kit蛋白的水平對ICC具有調控作用，與相關文獻[19-21]報道相符。
瀉劑結腸的高發病率及難治性給患者生活和經濟帶來極大負擔。目前臨床藥物治療便秘主要分為飲食調整、促進胃腸動力藥和瀉劑，而瀉劑根據作用機理可分為容積性瀉劑、高滲性瀉劑、潤滑性瀉劑和刺激性瀉劑[22-23]。瀉劑結腸的患者大部分均有長期服用刺激性瀉劑病史，臨床現常用其他瀉劑來緩解其便秘及避免繼續服用刺激性瀉劑[24-26]。本研究結果顯示，血清SCF的變化早于ICC的變化，SCF的水平可能是預測ICC減少或瀉劑結腸病程的一個重要因素。筆者認為，在瀉劑結腸形成早期停用刺激性瀉劑可能可以更好和更快地阻止或延遲其病程的進展。
綜上，本研究動態觀察了不同時間節點結腸組織中ICC、SCF和c-Kit的變化，其結果顯示，在小鼠瀉劑結腸模型形成過程中，ICC、SCF和c-Kit為一個持續下降過程，且血清SCF下降要早于ICC的下降。雖然我們認為血清SCF作為一種相對無創性檢查，可以較早地預測瀉劑結腸的病程發展情況，但臨床瀉劑結腸患者大多先有便秘，后服用刺激性瀉劑的病史，與正常小鼠造模起始階段還是有一定差異的。小鼠長期用藥后，ICC數量、SCF及c-Kit水平是否可以逆轉恢復，有待進一步實驗研究來加以證實。
瀉劑結腸為慢傳輸型便秘（slow transit constipation，STC）的一種常見類型。近年來，隨著工作和生活壓力的增加以及瀉藥的濫用，其發病率逐年增高。美國慢性便秘的總體發病率為16%，每年的治療花費高達69億美元，其中僅瀉劑的花費就高達5億美元[1]。慢性便秘的治療困難以及療效不滿意使得部分患者不得不選擇部分結腸切除、腸造瘺、腸短路等手術治療來緩解癥狀[2]。
目前，瀉劑結腸的致病機理尚未完全闡明。有研究[3-4]表明，Cajal間質細胞（interstitial cells of cajal，ICC）位于神經纖維和平滑肌之間，被視為胃腸道的起搏細胞，可調節肌肉的興奮、抑制和神經傳遞，顯然ICC在瀉劑結腸致病過程中可能扮了重要角色。既往研究[5-6]表明，長期大劑量使用瀉劑可使腸道ICC數量顯著降低。且干細胞因子（stem cell factor，SCF）作為ICC特異性標志物酪氨酸激酶受體（c-Kit）的天然配體，已被證實SCF及c-Kit表達水平對ICC的數目及功能具有調控作用[7-8]。但在瀉劑結腸形成過程中，ICC是否存在動態變化，是否伴隨c-Kit及SCF的動態變化，目前尚未見報道。本研究擬模仿便秘患者服用瀉劑過程，給小鼠服用大黃素并逐漸加大用藥劑量[9]，觀察持續用藥后不同時間節點結腸ICC數量、SCF及c-Kit的動態變化，旨在為慢性便秘的防治提供理論依據。
1 材料與方法
1.1 實驗材料
1.1.1 實驗動物
健康雄性KM小鼠72只，清潔級，體質量25～30 g，由四川大學實驗動物中心提供，實驗動物許可證號：SCXK（111）2013-026。6只/籠飼養，實驗室清潔安靜，室溫20℃～25℃，相對濕度50%～70%。
1.1.2 主要材料及儀器
大黃素（成都克洛瑪生物科技有限公司，批號：1131128，純度：98%）；熒光顯微鏡（奧林巴斯PV1000）；冰凍切片機（Thermo fisher scientific Cryotome FE）；PE-anti-Kit（Pharmingen，San Diego，CA）；DAPI（武漢博士德生物工程有限公司）；SCF試劑盒（博士德生物，批號：EK0509）；c-Kit（Abcam）；酶標儀（Thermo MULTISKAN GO)；BCA蛋白濃度測定試劑盒和SDS-PAGE凝膠配置試劑盒購自北京碧云天生物技術有限公司；兔來源GAPDH和c-Kit單克隆一抗及羊抗兔HRP二抗均購自Abcam公司；ECL發光液購自北京博奧森生物技術有限公司。
1.2 實驗方法
1.2.1 動物分組和模型建立
將72只小鼠按照隨機數字表法分為空白對照組和持續用藥組，每組36只。適應性喂養3 d后，空白對照組飼以普通飼料；持續用藥組飼以含大黃素飼料, 以100 mg/（kg·d）開始喂養，每日劑量加倍，增至800 mg/（kg·d）時約半數動物出現稀便，維持此劑量至稀便消失；再按1 600 mg/（kg·d）為起始量，如此循環3次。整個過程共為82 d，最終劑量為6 400 mg/（kg·d）。實驗過程中有2只小鼠死亡。
1.2.2 觀察時間節點
持續用藥組分別于開始用藥后4、6、8、10及12周取材觀察；對照組在每個對應時間節點取材作為對照。
1.3 檢測指標及方法
1.3.1 組織免疫熒光染色
小鼠禁食不禁水24 h，于上述不同時間節點，0.1%戊巴比妥鈉腹腔注射麻醉后，立即剖腹取距回盲部1 cm處結腸約2 cm長，將結腸分段（0.5～1.0 cm），沖凈內容物后用濾紙吸去多余水分，然后標本用冰凍切片包埋劑（OCT）包埋、切片，切片厚度為6μm。將切片在4℃丙酮中浸泡20 min，PBS洗滌3×5 min；3% H2O2室溫封閉10 min，PBS洗滌3×5 min；5%BSA室溫封閉0.5 h，傾去多余液體；加入帶熒光標記抗體(PE-anti-Kit濃度1:50）4℃過夜孵育；傾去多余液體，加入4’，6二脒基-2-苯吲哚鹽酸（DAPI）染核（1:50），常溫孵育3 min，PBS洗滌3×10 min；PBS洗滌3×5 min；抗熒光淬滅封片劑封片，觀察ICC數目，陽性染色呈紅色。
1.3.2 ELISA法檢測血清SCF濃度
小鼠禁食不禁水24 h，于上述不同時間節點，0.1%戊巴比妥鈉腹腔注射麻醉后立即剖腹暴露腹主動脈，采血針采血2 mL，4℃3 000 r/min（r=16.5 cm）離心10 min。取上清液-80℃凍存備用。采用酶聯免疫雙抗夾心法測定血清SCF濃度。
1.3.3 Western blot法檢測結腸組織中c-Kit含量
小鼠禁食不禁水24 h，于上述不同時間節點，0.1%戊巴比妥鈉腹腔注射麻醉后立即剖腹取中段結腸約2 cm長，縱形剖開結腸，沖凈內容物后用濾紙吸去多余水分，-80℃凍存備用。取凍存結腸組織100 mg經研磨粉碎，加入1 000μL蛋白裂解液（10μL磷酸酶抑制劑，1μL蛋白酶抑制劑，5μL苯甲基磺酰氟（PMSF），充分裂解后，裂解液經4℃、14 000 r/min（r=10 cm)離心15 min，上清液經BCA蛋白試劑盒測定總蛋白濃度后進行Western blot分析。取50μg蛋白與上樣緩沖液混合，煮沸5 min，置于8%十二烷基磺酸鈉（SDS）變性聚丙烯酰胺凝膠電泳，電泳結束后半干電轉移法轉移至聚偏二氟乙烯膜（PVDF膜），室溫下5%牛血清白蛋白（BSA）封閉1 h。加入稀釋度為1:1的兔抗小鼠單克隆抗體（Abcam）4℃孵育過夜，第2天用羊抗兔二抗（1:5 000稀釋）室溫孵育1 h，0.5% Tris-HCL緩沖鹽溶液+吐溫（TBST）洗膜，化學發光法顯色，X線底片曝光。GAPDH作為內參照，實驗重復3次。UVP軟件測定各條帶光密度值，結果以目標條帶與內參照的積分光密度值（IOD）比值表示。
1.4 統計學方法
應用SPSS 19.0統計軟件，計量資料用均數±標準差（
2 結果
2.1 小鼠服用單體大黃素后一般情況觀察
小鼠用藥總時間為12周，全過程持續用藥組有2只小鼠死亡（死亡時間分別為用藥后8周和9周，死亡小鼠體型較小，解剖后腹腔及腸道未見明顯異常，死亡原因可能為長期腹瀉導致營養及電解質失衡）；持續用藥組小鼠較對照組平均體質量下降18%；于造模后7 d，持續用藥組小鼠的皮毛粗糙，1個月后，皮毛色澤偏紅；持續用藥組小鼠飲水量明顯增加，造模過程中有4只小鼠出現便血，其中2只出現脫肛；28只小鼠尿顏色呈濃茶色；造模完成后小鼠大便干結，量減少。
2.2 小鼠結腸變化
用藥12周后持續用藥組小鼠與空白對照組小鼠比較，其結腸長度及管徑輕微縮短和減小、腸道滯留大便較多，但腸道無明顯水腫及顏色改變（圖 1）。
圖1
示結腸大體標本，上方為對照組小鼠全結腸，下方為用藥12周小鼠全結腸 圖 2 示c-Kit免疫熒光標記小鼠結腸ICC形態和分布(c-Kit免疫熒光染色×100)。2AⅠ～2AⅢ：空白對照組，2AⅢ中見ICC細胞主要位于肌層和肌間區，多個ICC構成1條線性結構，ICC之間距離較近；2BⅠ～2BⅢ：持續用藥組給藥后6周，2BⅢ中見ICC數目減少，散在分布；2CⅠ～2CⅢ：持續用藥組給藥后12周，2CⅢ中見ICC顯著減少，散在分布；Ⅰ：c-Kit；Ⅱ：DAPI（內參照）；Ⅲ：合成圖
2.3 結腸ICC數量觀察結果
用免疫熒光顯微鏡觀察結腸冰凍切片，可見c-Kit陽性細胞主要分布于環層肌與縱層肌肌間區（圖 2）。造模后4周2組小鼠的結腸ICC數量差異無統計學意義（P=0.300）；與空白對照組比較，造模后6周開始，持續用藥組的結腸ICC數目明顯減少并持續下降（P < 0.01），10～12周時ICC數量顯著下降（P < 0.001），處于較低水平。具體結果見表 1。
表1
2組小鼠造模后各時相結腸ICC數量檢測結果（%，2.4 血清SCF檢測結果
ELISA檢測血清SCF水平結果見表 2。由表 2可見，與空白對照組比較，造模后4周持續用藥組的血清SCF水平即有下降（P=0.01）；造模后6周開始持續用藥組的血清SCF水平即明顯下降并呈逐漸下降趨勢（P < 0.001）。
表2
2組小鼠各時相血清SCF水平檢測結果（pg/mL，2.5 結腸組織中c-Kit蛋白檢測結果
經聚丙烯酞胺凝膠電泳和硝酸纖維素膜蛋白質印跡顯示出1條145×103的條帶, 符合c-Kit蛋白的分子量大小（圖 3）。與空白對照組相比, 持續給藥組用藥后4周，c-Kit蛋白表達水平開始降低，但并不明顯（P > 0.05）6周時c-Kit蛋白表達水平顯著降低（P < 0.05），見表 3。
圖3
示Western blot法檢測結腸組織中c-Kit蛋白的表達。1：對照；2：持續用藥4周；3：持續用藥6周；4：持續用藥8周；5：持續用藥10周；6：持續用藥12周
表3
2組小鼠結腸組織中c-Kit蛋白檢測結果（c-Kit/GAPDH值）
3 討論
瀉劑結腸作為一種常見的慢性便秘，臨床患者基本都有長期大劑量接觸刺激性瀉劑病史，并出現對其耐藥現象，最終需加大瀉劑劑量方能緩解便秘癥狀。目前，經典的瀉劑結腸動物模型則是模擬慢性便秘患者服用瀉劑特點，使得動物出現腸道動力下降，反復出現便秘等癥狀[9-10]。本研究引用經典瀉劑結腸造模方式，成功誘導出小鼠瀉劑結腸模型，小鼠出現相應癥狀與相關文獻描述相符合。
ICC作為胃腸道的起搏細胞，現已證實其數量減少和表型轉變是瀉劑結腸等胃腸動力疾病致病機理的重要因素[11-15]。瀉劑結腸模型中的ICC顯著減少，但在瀉劑結腸形成過程中，ICC是否存在動態變化，是否伴隨c-Kit及SCF的動態變化，目前尚未見報道。本研究對小鼠持續給予大黃素6～8周后，小鼠結腸組織中ICC數量則開始減少，用藥12周后小鼠結腸組織中ICC數量明顯減少，且排便時間明顯延長，此時小鼠的表現與臨床慢傳輸型便秘患者癥狀相似。
酪胺酸激酶受體c-Kit是ICC的特異性標志物，SCF是c-Kit的天然配體，SCF與c-Kit結合后所啟動的信號通路對ICC的增殖、分化及表型維持至關重要[16-18]。小鼠血清SCF和結腸c-Kit蛋白在服用瀉劑4周時則出現變化，可能與其長期腹瀉、吸收障礙有關。ICC數量在服用瀉劑6～8周時出現減少，此時血清SCF水平和結腸組織中c-Kit蛋白進一步降低，提示SCF與c-Kit蛋白的水平對ICC具有調控作用，與相關文獻[19-21]報道相符。
瀉劑結腸的高發病率及難治性給患者生活和經濟帶來極大負擔。目前臨床藥物治療便秘主要分為飲食調整、促進胃腸動力藥和瀉劑，而瀉劑根據作用機理可分為容積性瀉劑、高滲性瀉劑、潤滑性瀉劑和刺激性瀉劑[22-23]。瀉劑結腸的患者大部分均有長期服用刺激性瀉劑病史，臨床現常用其他瀉劑來緩解其便秘及避免繼續服用刺激性瀉劑[24-26]。本研究結果顯示，血清SCF的變化早于ICC的變化，SCF的水平可能是預測ICC減少或瀉劑結腸病程的一個重要因素。筆者認為，在瀉劑結腸形成早期停用刺激性瀉劑可能可以更好和更快地阻止或延遲其病程的進展。
綜上，本研究動態觀察了不同時間節點結腸組織中ICC、SCF和c-Kit的變化，其結果顯示，在小鼠瀉劑結腸模型形成過程中，ICC、SCF和c-Kit為一個持續下降過程，且血清SCF下降要早于ICC的下降。雖然我們認為血清SCF作為一種相對無創性檢查，可以較早地預測瀉劑結腸的病程發展情況，但臨床瀉劑結腸患者大多先有便秘，后服用刺激性瀉劑的病史，與正常小鼠造模起始階段還是有一定差異的。小鼠長期用藥后，ICC數量、SCF及c-Kit水平是否可以逆轉恢復，有待進一步實驗研究來加以證實。
