引用本文： 柳瑞軍, 熊健, 陳蘇峰. 骨髓源性內皮祖細胞對肺癌新生血管形成的作用. 中國胸心血管外科臨床雜志, 2017, 24(9): 716-720. doi: 10.7507/1007-4848.201611044 復制
實體腫瘤的生長需要腫瘤基質的形成，它們可以為腫瘤細胞提供氧氣和營養，腫瘤基質主要由細胞外基質和各種間充質細胞組成，包括巨噬細胞、內皮細胞、淋巴細胞、纖維母細胞等，眾多的人類和動物實驗數據顯示部分腫瘤基質細胞來源于骨髓[1]。內皮祖細胞（endothelial progenitor cells，EPCs）是多潛能的祖細胞，可以分化為內皮細胞，進而修復損傷的血管內皮或者形成新生血管。EPCs 可以遷移到腫瘤組織，在旁分泌因子的影響下形成腫瘤基質[2]，參與腫瘤新生血管的形成。目前其治療最令人矚目的方法就是基因治療和細胞移植。因此，EPCs 已經成為一種很有前景的血管性及腫瘤性疾病的治療靶點。
1 材料與方法
1.1 材料
BALB/c（nu/nu）裸鼠 60 只，4～6 周齡，15～25 g，雌雄各半，購于中國醫學科學院上海斯萊克實驗動物有限責任公司，飼養于新華醫院動物實驗中心，SPF 條件 IVC 中，動物自由攝入滅菌處理的水和飼料。隨機分為 2 組：對照組和實驗組。每組 30 只。無菌飼料飼養，自由進食。
1.2 實驗方法
1.2.1 肺癌動物模型的建立 取 60 只 5 周肺癌建模成功的 BALB/c 小鼠，分為兩組，雌雄各半，每組 30 只。取對數生長期的肺癌 SPC-A1 細胞株（中國醫學科學院上海細胞研究所細胞庫提供），消化后進行細胞計數，臺盼藍測定細胞活力在 95% 以上，然后 1 000 轉離心 10 min，磷酸鹽緩沖液（phosphate buffered solution，PBS）重懸細胞，將細胞濃度制成 5×106/ml。用 1 ml 注射針吸取懸液 0.2 ml（約 1×106）注射入小鼠右側腹股溝皮下；陰性對照組在小鼠右側腹股溝僅注射 PBS。
1.2.2 腺病毒轉染EPCs效率的測定 將 EPCs[3]按 5×104/孔的濃度輕輕地接種于 24 孔板，用 EBM-2 培養 24 h 貼壁后，加入數量不等的 AD5F35LacZ（攜帶 LacZ 基因的重組腺病毒載體，北京本元正陽基因技術有限公司），分別為 1×106 v.p.、5×106 v.p.、10×106 v.p.、40×106 v.p.和 100×106 v.p，即感染復數（multiplicity of infection，MOI）為 10 v.p./cell、50 v.p./cell、100 v.p./cell、400 v.p./cell、1 000 v.p./cell），37℃ 孵育 3 h 后，棄上液，換用新鮮 EBM-2 培養，72 h 后吸凈 EBM-2 培養液，用 PBS 沖洗3次，每孔加入細胞固定液 1 ml，30 min 后吸出固定液，再用 PBS 沖洗3次，加入 X-Gal 染液（LacZ 報告基因檢測試劑盒，Sigma USA）1 ml/孔，置于 37℃ 溫箱 2 h，吸出染液，用PBS 清洗3次，每孔加入 70% 甘油 1 ml，置于 4℃ 冰箱 30 min。染成藍色的細胞為 LacZ 基因轉染成功的細胞。每組樣本隨機選取 3 個視野，相差倒置顯微鏡下計數藍染細胞數，取均值作為腺病毒EPCs轉染率。
1.2.3 轉染 lacZ 基因的 EPC 參與肺癌轉移灶新生血管的檢測 從肺癌模型建立后第 4 周，對照組每只小鼠從尾靜脈注射約 5×105 個未轉染 lacZ 基因的 EPCs，實驗組每只小鼠從尾靜脈注射約 5×105 個轉染 lacZ 基因的 EPCs，常規相同條件飼養，從第 6 周開始，每周從實驗組和對照組中隨機各取出 10 只裸鼠，脫臼法處死，迅速打開胸腔取出全肺，將其用生理鹽水沖洗后放入 4% 多聚甲醛固定 24 h，然后進行病理學檢測：先進行 X-gal 染液顯色，然后進行 HE 染色。
1.3 統計學分析
使用統計分析軟件 SPSS 19.0 對所獲數據進行統計學分析，計數資料使用 χ2 檢驗，計量資料采用均數±標準差（
）表示，正態分布的計量資料比較采用方差分析。P<0.05 為差異有統計學意義。
2 結果
2.1 肺部轉移癌模型的形成
裸鼠接種 SPC-A1 腫瘤細胞后前 6 周，裸鼠肺組織未見明顯轉移灶。第 6 周后肺組織表面見散在灰白色半透明結節（圖 1），直徑 0.5～1.0 mm。鏡下可見少量微小轉移灶。至第 8 周后，肺部腫瘤數量和體積逐漸增加，至第 12 周時肺組織出現彌漫性轉移結節，肺表面呈灰白污穢色。第 6～12 周，肺部轉移瘤的數量逐漸增加，增加速度加快，差異有統計學意義（P<0.01，表 1）；12～14 周期間，肺部轉移瘤數量增加趨于平穩，差異無統計學意義（P>0.05，表 1）。
表1
移植時間與小鼠肺部轉移灶數量關系（
）
2.2 LacZ 對EPCs的轉染
采用 X-Gal 染色試劑盒檢測 AD5F35LacZ 對EPCs的轉染，染成藍色的細胞為 LacZ 基因轉染成功的細胞（圖 1）。這些細胞經過注射、遷移、錨定、趨化、歸巢等過程參與到肺癌血管的形成過程中，為我們的進一步檢測奠定基礎。
圖1
藍染細胞為 LacZ 轉染成功的 EPCs
2.3 MTT 法檢測 EPCs 轉染腺病毒后存活率
EPCs 轉染了腺病毒后會影響 EPCs 生存率，轉染 1 d 和 3 d 后 EPCs 會出現一部分死亡，但轉染 7 d 后，EPCs 死亡出現減少，開始增殖，直到 10 d 后增殖到轉染時的狀態，490 nm 處的吸光光度值和 EPCs 存活率呈正相關（表 2、圖 2）。
表2
轉染 AD5F35 LacZ 基因的 EPCs 不同時間的 490 nm 吸光光度值（
）
圖2
轉染 AD5F35 LacZ 基因的 EPCs 不同時間的存活率
2.4 EPCs轉染 LacZ 基因效率的測定
MOI 是指感染時病毒數和細胞數的比值，在 MOI 不同數值的情況下，腺病毒轉染EPCs的效率不同，在一定范圍內，轉染率隨 MOI 的增加而增加。在 MOI 達到 400 時，轉染率最大，為 97.13±2.08。在一定MOI范圍內，EPCs的轉染率隨著感染復數的增加而升高，但 MOI 并不與轉染率成線性關系，當 MOI 超過一定數量時，由于病毒數量增多，毒性加強，細胞死亡率上升，轉染率反而下降（表 3）。
表3
腺病毒對內皮祖細胞的轉染率與 MOI 的關系（
）
2.5 轉染 LacZ 基因的 EPCs 參與肺腫瘤血管的形成
第 6 周、第 7 周處死裸鼠進行病理檢查未發現 EPCs 遷移到腫瘤位置，參與腫瘤血管的形成；第 8 周時，對照組經過 X-gal 染色后，未發現有藍染的 EPCs 參與腫瘤血管的形成（圖 3），實驗組經過 X-gal 染色后，顯示一些新生的小毛細血管管腔內有藍染的細胞貼壁，說明 EPCs 遷移至腫瘤位置，歸巢并黏附于血管壁上參與血管的形成（圖 4）；另一些標記的 EPCs 已經變成長條形，向內皮細胞轉變，若干內皮細胞圍成一圈，基本形成血管的輪廓，顯示出有藍染的 EPCs 遷移到腫瘤位置，參與腫瘤新生血管的形成（圖 4 箭頭所示）。
圖3
對照組未見藍染細胞參與新生血管的形成（×100）
圖4
第 8 周實驗組可見藍染細胞參與新生血管的形成（×100）
3 討論
血管生成在許多生理和病理過程中都起到關鍵的作用，包括正常組織的生長和愈合，也包括腫瘤的生長過程。1997 年，Asahara 等[4]純化出一群循環細胞，具有內皮細胞和祖細胞的特性，被稱為 EPCs，在雌鹿肢體缺血模型的體內和體外實驗中，均證實這些細胞在出生后的血管形成過程中可以分化為內皮細胞[5]。EPCs 是一群具有高增殖潛能的細胞，它們可以分化為成熟的內皮細胞，參與腫瘤新生血管的形成。EPCs 參與血管的形成是一個多步驟的過程，包括：（1）EPCs 從骨髓中遷移出來；（2）EPCs 積極躲避并跨內皮溢出進入生長中的腫瘤細胞間隙；（3）EPCs 合并進入已有的新生血管中，或者在旁分泌的作用下形成新血管[5]。EPCs 能對低氧組織、腫瘤細胞或者炎癥細胞分泌的細胞因子做出反應，從骨髓中遷移出來，歸巢到這些位置，分化為成熟的內皮細胞，分泌促血管生成因子，參與并有利于新生血管的形成[6]。EPCs 的遷移總是跟隨著血管的形成過程，循環的 EPCs 受到缺血組織、炎癥細胞或者腫瘤細胞分泌的細胞因子的招募，遷移到病理組織位置參與新生血管的形成[7]。
從第 6～12 周，肺部轉移瘤的數量逐漸增加，增加速度加快，差異有統計學意義；第 12～14 周期間，肺部轉移瘤數量增加趨于平穩，差異無統計學意義。所以，我們選擇在肺部轉移瘤增加期間注射 EPCs，使 EPCs 的介入和腫瘤的形成同步化，從而方便 EPCs 參與到肺癌血管形成的過程中。
文獻[8]報道，幾種生長因子參與調節內皮分化和遷移分化成為功能性血管。但循環 EPCs 和成熟的血液 ECs 之間的相互作用也許在血管形成的起始階段起到關鍵的生物學作用。一些研究報道，提供給缺血組織的外源性 EPCs 在損傷后 28 d 和 1 d 的數量不相同，顯示不僅 EPCs 及其分泌的或者表達的可溶性因子在新生血管的行程中也起重要作用。為適當組配血管，EPCs 能夠協調黏附分子和表達在 EPCs 和內皮細胞表面的其配體，從而恰當地協調復雜的細胞間相互的黏附作用。
在免疫缺陷小鼠急性心肌梗死模型中，移植的人 CD34+ 細胞或者體外擴增的 EPCs 參與心肌新生血管的形成，分化成為成熟的內皮細胞，增加毛細血管密度，抑制心肌纖維化和凋亡，保護左心室功能。將人臍血來源的 CD34+ 細胞移植到卒中 48 h 的免疫缺陷小鼠，誘導缺血區新血管形成，為神經元的再生提供一個良好的環境。CD34+KDR+ 和 CD31+133+EPCs 分化可能在神經缺血性損傷的愈合過程中有確的治療意義[9]。移植周圍血 CD34+ 細胞促進糖尿病小鼠全層皮膚傷的新生血管的形成，從而改善傷口愈合[9-11]。Matsumoto 等的研究[12]顯示靜脈移植外周血的 CD34+ 細胞，富含 EPCs 的細胞群，通過促進血管生成有利于骨折的愈合。這些結果表明，骨折可能動員EPCs從骨髓移遷到外周血中，在細胞因子的招募下，EPCs歸巢到骨折部位，在骨愈合的過程中，增加新生血管形成。
腫瘤源性的旁分泌和近分泌信號誘導骨髓小腔釋放 EPCs，遷移到腫瘤位置，例如，腫瘤細胞產生高濃度的血管內皮生長因子，可以吸引骨髓固有的 EPCs 進入到外周循環中，從而加強招募 EPCs 到腫瘤位置[13]。已有假設證明，EPCs 一旦遷移到腫瘤位置，它們通過分泌促血管生成因子維持和調節新生血管的形成，并提供結構功能和直接的管腔進入新生的血管新芽中[14]。EPCs 內的 DNA 連接蛋白抑制因子（Id 蛋白）在腫瘤血管形成的過程中顯示出關鍵的作用，它們和螺旋基元轉錄因子相互作用，調節分化和細胞周期進程。在胚胎血管發育的過程中，敲除 Id 家族中的兩個成員（Id1 和 Id2）會引起胚胎的死亡。具有 Id1 復制功能的 Id3 缺陷小鼠在發育過程中不會死亡，但它們并不支持腫瘤的生長和轉移。移植野生型小鼠的骨髓能夠恢復腫瘤血管的形成、生長和轉移[15]。這充分證明 EPCs 在腫瘤血管再生過程中必不可少的作用。
我們的實驗使用 LacZ 基因轉染 EPCs，當 MOI 達到 400 的時候，有 97.13% 的 EPCs 可以攜帶 LacZ 基因存活，在被注射進入小鼠體內后，可以在腫瘤細胞的旁分泌和近分泌因子的作用下趨化遷移到腫瘤位置，一起參與腫瘤血管的形成、腫瘤的形成，圖 4 顯示，藍染的攜帶 LacZ 基因的 EPCs 參與到了腫瘤血管形成過程。
近來有文獻[16]報道，EPCs 逐漸遷移進入患者的惡性膠質瘤中，它們的遷移水平與腫瘤血管形成活動相關。正是基于 EPCs 和腫瘤之間的這種關系，EPCs 被用于治療膠質瘤的基因攜帶/輸送系統，或者被用于影像探針。Soda 等[17]報道稱來自于骨髓的 EPCs 可能通過旁分泌細胞因子啟動血管新生過程，而不是結構性的參與血管壁形成。我們的實驗顯示 EPCs 在腫瘤細胞的旁分泌或者近分泌作用下，遷移到腫瘤位置，在結構上參與腫瘤新生血管的形成。EPCs 可以作為治療基因的載體，作為生物探針，利用它的遷移和歸巢的功能，將 TK 基因運送到腫瘤位置，抑制新生血管的形成，從而阻止腫瘤生長。Wang 等[16]使用 MRI 探測顯示，將 USPIO 標記的 EPCs 注入到預先制作好的大腦膠質瘤模型中，EPCs 最快在 24 h 內遷移到腫瘤組織中，參與腫瘤新生血管的形成。我們的實驗結果顯示 LacZ 標記 EPCs 經小鼠腹股溝注入后 4 周，可在腫瘤組織中檢測到藍染的 EPCs 參與腫瘤血管結構的形成。這樣的實驗結果為我們提供一條思路，EPCs 可以作為治療肺癌的靶向載體，為攻克肺癌提出新的治療方案。
實體腫瘤的生長需要腫瘤基質的形成，它們可以為腫瘤細胞提供氧氣和營養，腫瘤基質主要由細胞外基質和各種間充質細胞組成，包括巨噬細胞、內皮細胞、淋巴細胞、纖維母細胞等，眾多的人類和動物實驗數據顯示部分腫瘤基質細胞來源于骨髓[1]。內皮祖細胞（endothelial progenitor cells，EPCs）是多潛能的祖細胞，可以分化為內皮細胞，進而修復損傷的血管內皮或者形成新生血管。EPCs 可以遷移到腫瘤組織，在旁分泌因子的影響下形成腫瘤基質[2]，參與腫瘤新生血管的形成。目前其治療最令人矚目的方法就是基因治療和細胞移植。因此，EPCs 已經成為一種很有前景的血管性及腫瘤性疾病的治療靶點。
1 材料與方法
1.1 材料
BALB/c（nu/nu）裸鼠 60 只，4～6 周齡，15～25 g，雌雄各半，購于中國醫學科學院上海斯萊克實驗動物有限責任公司，飼養于新華醫院動物實驗中心，SPF 條件 IVC 中，動物自由攝入滅菌處理的水和飼料。隨機分為 2 組：對照組和實驗組。每組 30 只。無菌飼料飼養，自由進食。
1.2 實驗方法
1.2.1 肺癌動物模型的建立 取 60 只 5 周肺癌建模成功的 BALB/c 小鼠，分為兩組，雌雄各半，每組 30 只。取對數生長期的肺癌 SPC-A1 細胞株（中國醫學科學院上海細胞研究所細胞庫提供），消化后進行細胞計數，臺盼藍測定細胞活力在 95% 以上，然后 1 000 轉離心 10 min，磷酸鹽緩沖液（phosphate buffered solution，PBS）重懸細胞，將細胞濃度制成 5×106/ml。用 1 ml 注射針吸取懸液 0.2 ml（約 1×106）注射入小鼠右側腹股溝皮下；陰性對照組在小鼠右側腹股溝僅注射 PBS。
1.2.2 腺病毒轉染EPCs效率的測定 將 EPCs[3]按 5×104/孔的濃度輕輕地接種于 24 孔板，用 EBM-2 培養 24 h 貼壁后，加入數量不等的 AD5F35LacZ（攜帶 LacZ 基因的重組腺病毒載體，北京本元正陽基因技術有限公司），分別為 1×106 v.p.、5×106 v.p.、10×106 v.p.、40×106 v.p.和 100×106 v.p，即感染復數（multiplicity of infection，MOI）為 10 v.p./cell、50 v.p./cell、100 v.p./cell、400 v.p./cell、1 000 v.p./cell），37℃ 孵育 3 h 后，棄上液，換用新鮮 EBM-2 培養，72 h 后吸凈 EBM-2 培養液，用 PBS 沖洗3次，每孔加入細胞固定液 1 ml，30 min 后吸出固定液，再用 PBS 沖洗3次，加入 X-Gal 染液（LacZ 報告基因檢測試劑盒，Sigma USA）1 ml/孔，置于 37℃ 溫箱 2 h，吸出染液，用PBS 清洗3次，每孔加入 70% 甘油 1 ml，置于 4℃ 冰箱 30 min。染成藍色的細胞為 LacZ 基因轉染成功的細胞。每組樣本隨機選取 3 個視野，相差倒置顯微鏡下計數藍染細胞數，取均值作為腺病毒EPCs轉染率。
1.2.3 轉染 lacZ 基因的 EPC 參與肺癌轉移灶新生血管的檢測 從肺癌模型建立后第 4 周，對照組每只小鼠從尾靜脈注射約 5×105 個未轉染 lacZ 基因的 EPCs，實驗組每只小鼠從尾靜脈注射約 5×105 個轉染 lacZ 基因的 EPCs，常規相同條件飼養，從第 6 周開始，每周從實驗組和對照組中隨機各取出 10 只裸鼠，脫臼法處死，迅速打開胸腔取出全肺，將其用生理鹽水沖洗后放入 4% 多聚甲醛固定 24 h，然后進行病理學檢測：先進行 X-gal 染液顯色，然后進行 HE 染色。
1.3 統計學分析
使用統計分析軟件 SPSS 19.0 對所獲數據進行統計學分析，計數資料使用 χ2 檢驗，計量資料采用均數±標準差（
）表示，正態分布的計量資料比較采用方差分析。P<0.05 為差異有統計學意義。
2 結果
2.1 肺部轉移癌模型的形成
裸鼠接種 SPC-A1 腫瘤細胞后前 6 周，裸鼠肺組織未見明顯轉移灶。第 6 周后肺組織表面見散在灰白色半透明結節（圖 1），直徑 0.5～1.0 mm。鏡下可見少量微小轉移灶。至第 8 周后，肺部腫瘤數量和體積逐漸增加，至第 12 周時肺組織出現彌漫性轉移結節，肺表面呈灰白污穢色。第 6～12 周，肺部轉移瘤的數量逐漸增加，增加速度加快，差異有統計學意義（P<0.01，表 1）；12～14 周期間，肺部轉移瘤數量增加趨于平穩，差異無統計學意義（P>0.05，表 1）。
表1
移植時間與小鼠肺部轉移灶數量關系（
）
2.2 LacZ 對EPCs的轉染
采用 X-Gal 染色試劑盒檢測 AD5F35LacZ 對EPCs的轉染，染成藍色的細胞為 LacZ 基因轉染成功的細胞（圖 1）。這些細胞經過注射、遷移、錨定、趨化、歸巢等過程參與到肺癌血管的形成過程中，為我們的進一步檢測奠定基礎。
圖1
藍染細胞為 LacZ 轉染成功的 EPCs
2.3 MTT 法檢測 EPCs 轉染腺病毒后存活率
EPCs 轉染了腺病毒后會影響 EPCs 生存率，轉染 1 d 和 3 d 后 EPCs 會出現一部分死亡，但轉染 7 d 后，EPCs 死亡出現減少，開始增殖，直到 10 d 后增殖到轉染時的狀態，490 nm 處的吸光光度值和 EPCs 存活率呈正相關（表 2、圖 2）。
表2
轉染 AD5F35 LacZ 基因的 EPCs 不同時間的 490 nm 吸光光度值（
）
圖2
轉染 AD5F35 LacZ 基因的 EPCs 不同時間的存活率
2.4 EPCs轉染 LacZ 基因效率的測定
MOI 是指感染時病毒數和細胞數的比值，在 MOI 不同數值的情況下，腺病毒轉染EPCs的效率不同，在一定范圍內，轉染率隨 MOI 的增加而增加。在 MOI 達到 400 時，轉染率最大，為 97.13±2.08。在一定MOI范圍內，EPCs的轉染率隨著感染復數的增加而升高，但 MOI 并不與轉染率成線性關系，當 MOI 超過一定數量時，由于病毒數量增多，毒性加強，細胞死亡率上升，轉染率反而下降（表 3）。
表3
腺病毒對內皮祖細胞的轉染率與 MOI 的關系（
）
2.5 轉染 LacZ 基因的 EPCs 參與肺腫瘤血管的形成
第 6 周、第 7 周處死裸鼠進行病理檢查未發現 EPCs 遷移到腫瘤位置，參與腫瘤血管的形成；第 8 周時，對照組經過 X-gal 染色后，未發現有藍染的 EPCs 參與腫瘤血管的形成（圖 3），實驗組經過 X-gal 染色后，顯示一些新生的小毛細血管管腔內有藍染的細胞貼壁，說明 EPCs 遷移至腫瘤位置，歸巢并黏附于血管壁上參與血管的形成（圖 4）；另一些標記的 EPCs 已經變成長條形，向內皮細胞轉變，若干內皮細胞圍成一圈，基本形成血管的輪廓，顯示出有藍染的 EPCs 遷移到腫瘤位置，參與腫瘤新生血管的形成（圖 4 箭頭所示）。
圖3
對照組未見藍染細胞參與新生血管的形成（×100）
圖4
第 8 周實驗組可見藍染細胞參與新生血管的形成（×100）
3 討論
血管生成在許多生理和病理過程中都起到關鍵的作用，包括正常組織的生長和愈合，也包括腫瘤的生長過程。1997 年，Asahara 等[4]純化出一群循環細胞，具有內皮細胞和祖細胞的特性，被稱為 EPCs，在雌鹿肢體缺血模型的體內和體外實驗中，均證實這些細胞在出生后的血管形成過程中可以分化為內皮細胞[5]。EPCs 是一群具有高增殖潛能的細胞，它們可以分化為成熟的內皮細胞，參與腫瘤新生血管的形成。EPCs 參與血管的形成是一個多步驟的過程，包括：（1）EPCs 從骨髓中遷移出來；（2）EPCs 積極躲避并跨內皮溢出進入生長中的腫瘤細胞間隙；（3）EPCs 合并進入已有的新生血管中，或者在旁分泌的作用下形成新血管[5]。EPCs 能對低氧組織、腫瘤細胞或者炎癥細胞分泌的細胞因子做出反應，從骨髓中遷移出來，歸巢到這些位置，分化為成熟的內皮細胞，分泌促血管生成因子，參與并有利于新生血管的形成[6]。EPCs 的遷移總是跟隨著血管的形成過程，循環的 EPCs 受到缺血組織、炎癥細胞或者腫瘤細胞分泌的細胞因子的招募，遷移到病理組織位置參與新生血管的形成[7]。
從第 6～12 周，肺部轉移瘤的數量逐漸增加，增加速度加快，差異有統計學意義；第 12～14 周期間，肺部轉移瘤數量增加趨于平穩，差異無統計學意義。所以，我們選擇在肺部轉移瘤增加期間注射 EPCs，使 EPCs 的介入和腫瘤的形成同步化，從而方便 EPCs 參與到肺癌血管形成的過程中。
文獻[8]報道，幾種生長因子參與調節內皮分化和遷移分化成為功能性血管。但循環 EPCs 和成熟的血液 ECs 之間的相互作用也許在血管形成的起始階段起到關鍵的生物學作用。一些研究報道，提供給缺血組織的外源性 EPCs 在損傷后 28 d 和 1 d 的數量不相同，顯示不僅 EPCs 及其分泌的或者表達的可溶性因子在新生血管的行程中也起重要作用。為適當組配血管，EPCs 能夠協調黏附分子和表達在 EPCs 和內皮細胞表面的其配體，從而恰當地協調復雜的細胞間相互的黏附作用。
在免疫缺陷小鼠急性心肌梗死模型中，移植的人 CD34+ 細胞或者體外擴增的 EPCs 參與心肌新生血管的形成，分化成為成熟的內皮細胞，增加毛細血管密度，抑制心肌纖維化和凋亡，保護左心室功能。將人臍血來源的 CD34+ 細胞移植到卒中 48 h 的免疫缺陷小鼠，誘導缺血區新血管形成，為神經元的再生提供一個良好的環境。CD34+KDR+ 和 CD31+133+EPCs 分化可能在神經缺血性損傷的愈合過程中有確的治療意義[9]。移植周圍血 CD34+ 細胞促進糖尿病小鼠全層皮膚傷的新生血管的形成，從而改善傷口愈合[9-11]。Matsumoto 等的研究[12]顯示靜脈移植外周血的 CD34+ 細胞，富含 EPCs 的細胞群，通過促進血管生成有利于骨折的愈合。這些結果表明，骨折可能動員EPCs從骨髓移遷到外周血中，在細胞因子的招募下，EPCs歸巢到骨折部位，在骨愈合的過程中，增加新生血管形成。
腫瘤源性的旁分泌和近分泌信號誘導骨髓小腔釋放 EPCs，遷移到腫瘤位置，例如，腫瘤細胞產生高濃度的血管內皮生長因子，可以吸引骨髓固有的 EPCs 進入到外周循環中，從而加強招募 EPCs 到腫瘤位置[13]。已有假設證明，EPCs 一旦遷移到腫瘤位置，它們通過分泌促血管生成因子維持和調節新生血管的形成，并提供結構功能和直接的管腔進入新生的血管新芽中[14]。EPCs 內的 DNA 連接蛋白抑制因子（Id 蛋白）在腫瘤血管形成的過程中顯示出關鍵的作用，它們和螺旋基元轉錄因子相互作用，調節分化和細胞周期進程。在胚胎血管發育的過程中，敲除 Id 家族中的兩個成員（Id1 和 Id2）會引起胚胎的死亡。具有 Id1 復制功能的 Id3 缺陷小鼠在發育過程中不會死亡，但它們并不支持腫瘤的生長和轉移。移植野生型小鼠的骨髓能夠恢復腫瘤血管的形成、生長和轉移[15]。這充分證明 EPCs 在腫瘤血管再生過程中必不可少的作用。
我們的實驗使用 LacZ 基因轉染 EPCs，當 MOI 達到 400 的時候，有 97.13% 的 EPCs 可以攜帶 LacZ 基因存活，在被注射進入小鼠體內后，可以在腫瘤細胞的旁分泌和近分泌因子的作用下趨化遷移到腫瘤位置，一起參與腫瘤血管的形成、腫瘤的形成，圖 4 顯示，藍染的攜帶 LacZ 基因的 EPCs 參與到了腫瘤血管形成過程。
近來有文獻[16]報道，EPCs 逐漸遷移進入患者的惡性膠質瘤中，它們的遷移水平與腫瘤血管形成活動相關。正是基于 EPCs 和腫瘤之間的這種關系，EPCs 被用于治療膠質瘤的基因攜帶/輸送系統，或者被用于影像探針。Soda 等[17]報道稱來自于骨髓的 EPCs 可能通過旁分泌細胞因子啟動血管新生過程，而不是結構性的參與血管壁形成。我們的實驗顯示 EPCs 在腫瘤細胞的旁分泌或者近分泌作用下，遷移到腫瘤位置，在結構上參與腫瘤新生血管的形成。EPCs 可以作為治療基因的載體，作為生物探針，利用它的遷移和歸巢的功能，將 TK 基因運送到腫瘤位置，抑制新生血管的形成，從而阻止腫瘤生長。Wang 等[16]使用 MRI 探測顯示，將 USPIO 標記的 EPCs 注入到預先制作好的大腦膠質瘤模型中，EPCs 最快在 24 h 內遷移到腫瘤組織中，參與腫瘤新生血管的形成。我們的實驗結果顯示 LacZ 標記 EPCs 經小鼠腹股溝注入后 4 周，可在腫瘤組織中檢測到藍染的 EPCs 參與腫瘤血管結構的形成。這樣的實驗結果為我們提供一條思路，EPCs 可以作為治療肺癌的靶向載體，為攻克肺癌提出新的治療方案。
