為探討人臍靜脈內皮細胞條件培養基(EC-CM)對人肝癌細胞(MHCC97H)癌干細胞表型的影響,分別培養人臍靜脈內皮細胞和人肝癌細胞,收集EC-CM與MHCC97H細胞共培養,然后進行藥物敏感、克隆形成能力、遷移/侵襲能力、癌干細胞標志分子表達以及腫瘤球形成能力分析。實驗結果發現,EC-CM明顯提高了MHCC97H對抗癌藥物五氟尿嘧啶(5-FU)和順鉑(Cis)的耐藥性,增加了MHCC97H細胞的集落形成能力。Transwell實驗證實EC-CM不僅增強了MHCC97H細胞的遷移能力,也明顯促進其侵襲能力。流式細胞儀分析發現EC-CM能上調MHCC97H細胞CD133的表達。與EC-CM共培養后,MHCC97H細胞形成腫瘤球的能力明顯增強。研究結果表明,EC-CM能促進MHCC97H細胞的癌干細胞表型。
引用本文： 馮川, 楊先炯, 孫警輝, 羅慶, 宋關斌. 內皮細胞條件培養基對肝癌細胞癌干細胞表型的影響. 生物醫學工程學雜志, 2015, 32(5): 1061-1066. doi: 10.7507/1001-5515.20150188 復制
引言
癌癥是威脅人類健康最嚴重的疾病之一，在人類致死病因中次于心腦血管疾病，位居第二位[1-2]。目前常用治療手段如手術、放化療等還無法解決癌癥的復發和轉移問題，不能有效根治癌癥[3]。近年研究表明，惡性腫瘤是來源于數量微小、具有自我更新和多分化潛能的癌干細胞(cancer stem cells,CSCs)[4]。CSCs被認為是維系腫瘤起始和生長以及形成不同分化程度癌細胞及預后不良的根源，在癌癥復發轉移中起決定作用[5]。癌干細胞學說的提出為癌癥的治療帶來了新的曙光，CSCs靶向干預成為癌癥治療的全新策略。
人們發現膠質瘤等類型的CSCs以不穩定狀態存在于由內皮細胞、成纖維細胞等構成的微環境中，并且CSCs表型能夠被微環境增強[6]。內皮細胞以旁分泌形式對維持CSCs表型以及誘導遷移起著重要作用[7]。膠質瘤研究中發現，血管周細胞和內皮細胞形成腫瘤微環境，維持和促進膠質瘤干細胞表型[8]。結腸癌研究中也發現，內皮細胞分泌可溶性蛋白因子促進結腸癌細胞的干細胞表型，增加結腸癌細胞的耐藥性、致瘤性和轉移能力[9]。此外，內皮細胞來源的因子能夠促進頭頸部鱗狀細胞癌上皮間質轉化，增強頭頸部鱗狀細胞癌的干細胞樣細胞比例，增強其轉移和成瘤能力[10]。這些研究結果提示，內皮細胞與癌細胞間的交叉對話對于促進CSCs表型、增強癌癥復發轉移可能起重要調節作用。
原發性肝癌(hepatocellular carcinoma cells,HCC)是人類最常見的惡性腫瘤之一[11]，在全球惡性腫瘤死亡率中居第三位，在我國惡性腫瘤死亡率中居第二位(國家衛生部信息中心數據)。大量研究已經證實，肝癌組織或肝癌細胞系中存在肝癌干細胞[12-14]。肝臟是富含血管的組織，在肝癌中內皮細胞參與構建的腫瘤微環境是否促進CSCs表型目前還不清楚。為此，本文考察內皮細胞微環境對肝癌細胞CSCs表型的影響，為以肝癌干細胞和肝癌干細胞微環境為靶點的肝癌治療提供理論基礎和參考依據。
1 材料和方法
1.1 細胞培養
人臍靜脈內皮細胞(human umbilical vein endothelial cells,HUVEC；株名：EA-HY-926)購于重慶醫科大學，用含10%胎牛血清(fetal bovine serum,FBS)、1%雙抗的H-DMEM完全培養基(Hyclone)培養，2~3 d換液，細胞生長至近融合時用胰蛋白酶(Hyclone)消化，傳代。人高轉移肝癌細胞(株名：MHCC97H)購于復旦大學中山醫院肝癌研究所，按上述內皮細胞的培養方法進行培養、傳代。
1.2 內皮細胞條件培養基(conditioned medium from HUVEC,EC-CM)的收集
在25 cm2細胞瓶中接種內皮細胞，用H-DMEM完全培養基培養，待細胞鋪展至80%，棄上清，磷酸緩沖液(phosphate buffer saline,PBS)清洗，然后加入3 mL含1% FBS的H-DMEM培養基培養2 d(培養瓶中細胞總數約為6×105個)，收集上清并用0.22 μm濾膜過濾，4 ℃冰箱保存備用。
1.3 肝癌細胞與EC-CM-共培養
將肝癌細胞消化接種于6孔板，待細胞生長至80%融合，PBS清洗，加入EC-CM培養，每24 h用新的EC-CM換液，培養3 d后收集肝癌細胞進行分析。將與EC-CM共培養的肝癌細胞作為實驗組，同樣條件下用含1% FBS的H-DMEM培養基培養的肝癌細胞作為對照組。
1.4 藥物敏感性分析
分別收集實驗組和對照組肝癌細胞，調整細胞密度以5 000個每孔接種于96孔板。培養1天后加入不同濃度的五氟尿嘧啶和順鉑(Sigma)繼續培養2天，用MTT法通過酶標儀(Model 680,Bio-Rad)檢測吸光度，分析細胞的存活率，判斷細胞對抗癌藥物的敏感性。
1.5 克隆形成實驗
將對照組和實驗組肝癌細胞分別以2 000個每孔接種于預先鋪設Matrigel基質膠(BD Biosciences)的6孔板中，培養15 d后用結晶紫(Santa Cruze)染色，顯微鏡下計數集落數，分析實驗組和對照組細胞克隆形成能力。
1.6 球體形成能力分析
將對照組和實驗組細胞計數，分別以2000個每孔的密度接種于超低黏附6孔板(Ultra low attachment 6-well plate,Corning)中，用含2% B27、1% N2、20 ng/mL表皮生長因子(epidermal growth factor,EGF)、10 ng/mL堿性成纖維細胞生長因子(basic fibroblast growth factor,bFGF)的CSCs專用培養液(無血清DMEM/F12,Hyclone)進行培養，兩周后進行鏡下拍照，計數形成的腫瘤球，比較實驗組和對照組細胞成球能力的差異。
1.7 侵襲和遷移能力比較
將Matrigel稀釋后鋪于Transwell小室(Millipore)的上室(孔徑：8 μm)，置于24孔板中于孵箱中放置1 h，下室加入含10% FBS的H-DMEM完全培養基。分別將約10 000個實驗組和對照組細胞接種到Transwell上室，孵箱中孵育48 h后輕輕擦去未侵襲的細胞，結晶紫染色、晾干，鏡下拍照計數，分析兩組細胞侵襲Matrigel能力的差異。
在遷移實驗中，分別將約2 000個實驗組和對照組細胞接入Transwell的上室(孔徑：8 μm)，下室加入含10% FBS的H-DMEM完全培養基，于孵箱中孵育8 h后輕輕擦去未遷移的細胞，結晶紫染色、晾干，鏡下拍照計數，分析兩組細胞遷移能力的差異。
1.8 肝癌干細胞標志物CD133的表達
分別收集對照組和實驗組細胞，PBS清洗后用FITC標記的CD133抗體(Miltenyi Biotech)孵育30 min，PBS離心清洗后上流式細胞儀(BD AccuriTM C6)檢測CD133的表達，比較兩組細胞CSCs標志物表達的差異。
1.9 統計分析
實驗結果以均值±標準差(
2 實驗結果
2.1 EC-CM對肝癌細胞耐藥性的影響
本實驗選擇五氟尿嘧啶(5-FU)和順鉑(Cis)兩種抗癌藥物檢測EC-CM對肝癌細胞藥物敏感性的影響。MTT實驗結果發現，與EC-CM共培養后，肝癌細胞對不同濃度5-FU的敏感性明顯減弱，細胞存活率顯著提高，Cis實驗也得到類似結果，如圖 1所示。實驗表明，EC-CM能顯著增加肝癌細胞對抗癌藥物的耐藥性。
圖1
肝癌細胞對抗癌藥物敏感性分析(n=3)
與對照組比較，*
compared with the control group, *
2.2 EC-CM增加肝癌細胞集落形成能力
細胞集落形成能力反應細胞對環境的適應性和增殖能力。檢測了EC-CM對肝癌細胞集落形成能力的影響，結果發現，與對照組比較，實驗組細胞形成的集落數更多，如圖 2所示，達到對照組的1.89倍(n=3，P＜0.01)，表明EC-CM處理可以明顯增加肝癌細胞形成集落的能力。
圖2
肝癌細胞集落形成能力分析
Figure2.
Evaluation of colony forming capability of MHCC97H cells
2.3 EC-CM對肝癌細胞腫瘤球形成能力的影響
在無血清培養液和超低黏附培養器皿中懸浮生長并形成致密腫瘤球，是癌干細胞的特有表型之一。為考察EC-CM對肝癌細胞球體形成能力的影響，將實驗組和對照組細胞分別用CSCs專用培養液進行培養，結果發現實驗組細胞腫瘤球形成能力明顯較強，如圖 3所示，達到對照組的1.63倍(n=3，P＜0.01)。結果表明，EC-CM能增加肝癌細胞CSCs的表型。
圖3
肝癌細胞成球能力分析
Figure3.
Analysis of sphere forming capability of MHCC97H cells
2.4 EC-CM增強肝癌細胞的侵襲和遷移能力
侵襲轉移能力是腫瘤惡性程度的重要標志。本實驗采用Transwell考察了實驗組和對照組細胞遷移和侵襲Matrigel能力的變化。結果發現實驗組細胞的遷移和侵襲能力明顯提高，如圖 4所示，分別達到對照組的1.55倍和1.74倍(n=3，P＜0.05)。
圖4
肝癌細胞遷移和侵襲能力分析
Figure4.
Migration and invasion assay of MHCC97H cells
2.5 EC-CM處理上調肝癌細胞CD133的表達
CD133是膠質瘤干細胞、肝癌干細胞的表面標志物之一，也是多數CSCs表型的重要指標[15-17]。通過流式細胞儀檢測實驗組和對照組細胞CD133的表達，結果發現，實驗組細胞CD133的表達顯著上調，達到對照組的4.2倍(如圖 5所示，n=3，P＜0.01)。表明EC-CM微環境能增加肝癌細胞CD133陽性細胞群體的比例，促進肝癌細胞呈現CSCs表型。
圖5
流式細胞儀分析肝癌細胞CD133的表達 (n=3)
Figure5.
Expression of CD133 in MHCC97H cells by flow cytometer (n=3)
3 討論
研究已經證實，內皮細胞和腫瘤的侵襲轉移有著千絲萬縷的聯系。在血道轉移過程中，腫瘤細胞不可避免地要與內皮細胞相互作用。腫瘤干細胞是存在于腫瘤組織中具有很強增殖能力、表現干細胞特性的細胞亞群,在腫瘤對放化療抗性的產生和癌癥復發轉移中起關鍵作用。腫瘤干細胞的穩態受腫瘤微環境的保護，而內皮細胞是參與腫瘤微環境構成的關鍵細胞之一[18]。因此，內皮細胞與腫瘤細胞和腫瘤干細胞的關系越來越引起人們關注[19]。
在對人結腸癌細胞的研究中，人們發現無論是與內皮細胞共培養還是與內皮細胞條件培養基共培養，結腸癌細胞都呈現明顯的癌干細胞表型，表明內皮細胞是通過分泌細胞因子促進癌干細胞表型，進一步的研究證實了可溶性因子Jagged-1在此過程中起著關鍵作用[9]。Zhu等[19]在研究膠質瘤細胞與內皮細胞的相互作用中也發現，內皮細胞的一個重要功能就是產生一種干細胞樣的微環境誘導膠質瘤細胞呈現癌干細胞樣特征并通過分泌Notch配體維持其自我更新能力，進一步證實了內皮細胞的旁分泌作用。最近的實驗發現，內皮細胞也可通過分泌EGF誘導頭頸癌細胞上皮間質轉化，呈現干細胞樣的表型[20]。我們將肝癌細胞與內皮細胞條件培養基共培養，發現內皮細胞條件培養基不僅顯著提高了MHCC97H細胞中CD133陽性細胞的比例，而且增加了MHCC97H細胞的耐藥性、克隆形成能力、腫瘤球形成能力以及遷移侵襲能力，與前述內皮細胞對結腸癌、膠質瘤、頭頸癌等腫瘤細胞表型影響的結果一致，這些研究結果提示腫瘤微環境中的內皮細胞可通過分泌因子促進多種腫瘤細胞的癌干細胞表型。但在肝癌細胞與內皮細胞相互作用中，內皮細胞誘導肝癌細胞呈現癌干細胞表型的分子機制還不清楚，尚需深入研究。
目前，人們對腫瘤干細胞的生物學特性及其在惡性腫瘤發生發展中的作用已有了較好的認識，腫瘤干細胞靶向干預治療已成為全新的抗癌策略。腫瘤微環境中內皮細胞對腫瘤細胞干細胞表型的誘導作用提示，腫瘤干細胞靶向或腫瘤干細胞微環境靶向都可成為腫瘤治療的新策略，為腫瘤的防治提供新思路。
引言
癌癥是威脅人類健康最嚴重的疾病之一，在人類致死病因中次于心腦血管疾病，位居第二位[1-2]。目前常用治療手段如手術、放化療等還無法解決癌癥的復發和轉移問題，不能有效根治癌癥[3]。近年研究表明，惡性腫瘤是來源于數量微小、具有自我更新和多分化潛能的癌干細胞(cancer stem cells,CSCs)[4]。CSCs被認為是維系腫瘤起始和生長以及形成不同分化程度癌細胞及預后不良的根源，在癌癥復發轉移中起決定作用[5]。癌干細胞學說的提出為癌癥的治療帶來了新的曙光，CSCs靶向干預成為癌癥治療的全新策略。
人們發現膠質瘤等類型的CSCs以不穩定狀態存在于由內皮細胞、成纖維細胞等構成的微環境中，并且CSCs表型能夠被微環境增強[6]。內皮細胞以旁分泌形式對維持CSCs表型以及誘導遷移起著重要作用[7]。膠質瘤研究中發現，血管周細胞和內皮細胞形成腫瘤微環境，維持和促進膠質瘤干細胞表型[8]。結腸癌研究中也發現，內皮細胞分泌可溶性蛋白因子促進結腸癌細胞的干細胞表型，增加結腸癌細胞的耐藥性、致瘤性和轉移能力[9]。此外，內皮細胞來源的因子能夠促進頭頸部鱗狀細胞癌上皮間質轉化，增強頭頸部鱗狀細胞癌的干細胞樣細胞比例，增強其轉移和成瘤能力[10]。這些研究結果提示，內皮細胞與癌細胞間的交叉對話對于促進CSCs表型、增強癌癥復發轉移可能起重要調節作用。
原發性肝癌(hepatocellular carcinoma cells,HCC)是人類最常見的惡性腫瘤之一[11]，在全球惡性腫瘤死亡率中居第三位，在我國惡性腫瘤死亡率中居第二位(國家衛生部信息中心數據)。大量研究已經證實，肝癌組織或肝癌細胞系中存在肝癌干細胞[12-14]。肝臟是富含血管的組織，在肝癌中內皮細胞參與構建的腫瘤微環境是否促進CSCs表型目前還不清楚。為此，本文考察內皮細胞微環境對肝癌細胞CSCs表型的影響，為以肝癌干細胞和肝癌干細胞微環境為靶點的肝癌治療提供理論基礎和參考依據。
1 材料和方法
1.1 細胞培養
人臍靜脈內皮細胞(human umbilical vein endothelial cells,HUVEC；株名：EA-HY-926)購于重慶醫科大學，用含10%胎牛血清(fetal bovine serum,FBS)、1%雙抗的H-DMEM完全培養基(Hyclone)培養，2~3 d換液，細胞生長至近融合時用胰蛋白酶(Hyclone)消化，傳代。人高轉移肝癌細胞(株名：MHCC97H)購于復旦大學中山醫院肝癌研究所，按上述內皮細胞的培養方法進行培養、傳代。
1.2 內皮細胞條件培養基(conditioned medium from HUVEC,EC-CM)的收集
在25 cm2細胞瓶中接種內皮細胞，用H-DMEM完全培養基培養，待細胞鋪展至80%，棄上清，磷酸緩沖液(phosphate buffer saline,PBS)清洗，然后加入3 mL含1% FBS的H-DMEM培養基培養2 d(培養瓶中細胞總數約為6×105個)，收集上清并用0.22 μm濾膜過濾，4 ℃冰箱保存備用。
1.3 肝癌細胞與EC-CM-共培養
將肝癌細胞消化接種于6孔板，待細胞生長至80%融合，PBS清洗，加入EC-CM培養，每24 h用新的EC-CM換液，培養3 d后收集肝癌細胞進行分析。將與EC-CM共培養的肝癌細胞作為實驗組，同樣條件下用含1% FBS的H-DMEM培養基培養的肝癌細胞作為對照組。
1.4 藥物敏感性分析
分別收集實驗組和對照組肝癌細胞，調整細胞密度以5 000個每孔接種于96孔板。培養1天后加入不同濃度的五氟尿嘧啶和順鉑(Sigma)繼續培養2天，用MTT法通過酶標儀(Model 680,Bio-Rad)檢測吸光度，分析細胞的存活率，判斷細胞對抗癌藥物的敏感性。
1.5 克隆形成實驗
將對照組和實驗組肝癌細胞分別以2 000個每孔接種于預先鋪設Matrigel基質膠(BD Biosciences)的6孔板中，培養15 d后用結晶紫(Santa Cruze)染色，顯微鏡下計數集落數，分析實驗組和對照組細胞克隆形成能力。
1.6 球體形成能力分析
將對照組和實驗組細胞計數，分別以2000個每孔的密度接種于超低黏附6孔板(Ultra low attachment 6-well plate,Corning)中，用含2% B27、1% N2、20 ng/mL表皮生長因子(epidermal growth factor,EGF)、10 ng/mL堿性成纖維細胞生長因子(basic fibroblast growth factor,bFGF)的CSCs專用培養液(無血清DMEM/F12,Hyclone)進行培養，兩周后進行鏡下拍照，計數形成的腫瘤球，比較實驗組和對照組細胞成球能力的差異。
1.7 侵襲和遷移能力比較
將Matrigel稀釋后鋪于Transwell小室(Millipore)的上室(孔徑：8 μm)，置于24孔板中于孵箱中放置1 h，下室加入含10% FBS的H-DMEM完全培養基。分別將約10 000個實驗組和對照組細胞接種到Transwell上室，孵箱中孵育48 h后輕輕擦去未侵襲的細胞，結晶紫染色、晾干，鏡下拍照計數，分析兩組細胞侵襲Matrigel能力的差異。
在遷移實驗中，分別將約2 000個實驗組和對照組細胞接入Transwell的上室(孔徑：8 μm)，下室加入含10% FBS的H-DMEM完全培養基，于孵箱中孵育8 h后輕輕擦去未遷移的細胞，結晶紫染色、晾干，鏡下拍照計數，分析兩組細胞遷移能力的差異。
1.8 肝癌干細胞標志物CD133的表達
分別收集對照組和實驗組細胞，PBS清洗后用FITC標記的CD133抗體(Miltenyi Biotech)孵育30 min，PBS離心清洗后上流式細胞儀(BD AccuriTM C6)檢測CD133的表達，比較兩組細胞CSCs標志物表達的差異。
1.9 統計分析
實驗結果以均值±標準差(
2 實驗結果
2.1 EC-CM對肝癌細胞耐藥性的影響
本實驗選擇五氟尿嘧啶(5-FU)和順鉑(Cis)兩種抗癌藥物檢測EC-CM對肝癌細胞藥物敏感性的影響。MTT實驗結果發現，與EC-CM共培養后，肝癌細胞對不同濃度5-FU的敏感性明顯減弱，細胞存活率顯著提高，Cis實驗也得到類似結果，如圖 1所示。實驗表明，EC-CM能顯著增加肝癌細胞對抗癌藥物的耐藥性。
圖1
肝癌細胞對抗癌藥物敏感性分析(n=3)
與對照組比較，*
compared with the control group, *
2.2 EC-CM增加肝癌細胞集落形成能力
細胞集落形成能力反應細胞對環境的適應性和增殖能力。檢測了EC-CM對肝癌細胞集落形成能力的影響，結果發現，與對照組比較，實驗組細胞形成的集落數更多，如圖 2所示，達到對照組的1.89倍(n=3，P＜0.01)，表明EC-CM處理可以明顯增加肝癌細胞形成集落的能力。
圖2
肝癌細胞集落形成能力分析
Figure2.
Evaluation of colony forming capability of MHCC97H cells
2.3 EC-CM對肝癌細胞腫瘤球形成能力的影響
在無血清培養液和超低黏附培養器皿中懸浮生長并形成致密腫瘤球，是癌干細胞的特有表型之一。為考察EC-CM對肝癌細胞球體形成能力的影響，將實驗組和對照組細胞分別用CSCs專用培養液進行培養，結果發現實驗組細胞腫瘤球形成能力明顯較強，如圖 3所示，達到對照組的1.63倍(n=3，P＜0.01)。結果表明，EC-CM能增加肝癌細胞CSCs的表型。
圖3
肝癌細胞成球能力分析
Figure3.
Analysis of sphere forming capability of MHCC97H cells
2.4 EC-CM增強肝癌細胞的侵襲和遷移能力
侵襲轉移能力是腫瘤惡性程度的重要標志。本實驗采用Transwell考察了實驗組和對照組細胞遷移和侵襲Matrigel能力的變化。結果發現實驗組細胞的遷移和侵襲能力明顯提高，如圖 4所示，分別達到對照組的1.55倍和1.74倍(n=3，P＜0.05)。
圖4
肝癌細胞遷移和侵襲能力分析
Figure4.
Migration and invasion assay of MHCC97H cells
2.5 EC-CM處理上調肝癌細胞CD133的表達
CD133是膠質瘤干細胞、肝癌干細胞的表面標志物之一，也是多數CSCs表型的重要指標[15-17]。通過流式細胞儀檢測實驗組和對照組細胞CD133的表達，結果發現，實驗組細胞CD133的表達顯著上調，達到對照組的4.2倍(如圖 5所示，n=3，P＜0.01)。表明EC-CM微環境能增加肝癌細胞CD133陽性細胞群體的比例，促進肝癌細胞呈現CSCs表型。
圖5
流式細胞儀分析肝癌細胞CD133的表達 (n=3)
Figure5.
Expression of CD133 in MHCC97H cells by flow cytometer (n=3)
3 討論
研究已經證實，內皮細胞和腫瘤的侵襲轉移有著千絲萬縷的聯系。在血道轉移過程中，腫瘤細胞不可避免地要與內皮細胞相互作用。腫瘤干細胞是存在于腫瘤組織中具有很強增殖能力、表現干細胞特性的細胞亞群,在腫瘤對放化療抗性的產生和癌癥復發轉移中起關鍵作用。腫瘤干細胞的穩態受腫瘤微環境的保護，而內皮細胞是參與腫瘤微環境構成的關鍵細胞之一[18]。因此，內皮細胞與腫瘤細胞和腫瘤干細胞的關系越來越引起人們關注[19]。
在對人結腸癌細胞的研究中，人們發現無論是與內皮細胞共培養還是與內皮細胞條件培養基共培養，結腸癌細胞都呈現明顯的癌干細胞表型，表明內皮細胞是通過分泌細胞因子促進癌干細胞表型，進一步的研究證實了可溶性因子Jagged-1在此過程中起著關鍵作用[9]。Zhu等[19]在研究膠質瘤細胞與內皮細胞的相互作用中也發現，內皮細胞的一個重要功能就是產生一種干細胞樣的微環境誘導膠質瘤細胞呈現癌干細胞樣特征并通過分泌Notch配體維持其自我更新能力，進一步證實了內皮細胞的旁分泌作用。最近的實驗發現，內皮細胞也可通過分泌EGF誘導頭頸癌細胞上皮間質轉化，呈現干細胞樣的表型[20]。我們將肝癌細胞與內皮細胞條件培養基共培養，發現內皮細胞條件培養基不僅顯著提高了MHCC97H細胞中CD133陽性細胞的比例，而且增加了MHCC97H細胞的耐藥性、克隆形成能力、腫瘤球形成能力以及遷移侵襲能力，與前述內皮細胞對結腸癌、膠質瘤、頭頸癌等腫瘤細胞表型影響的結果一致，這些研究結果提示腫瘤微環境中的內皮細胞可通過分泌因子促進多種腫瘤細胞的癌干細胞表型。但在肝癌細胞與內皮細胞相互作用中，內皮細胞誘導肝癌細胞呈現癌干細胞表型的分子機制還不清楚，尚需深入研究。
目前，人們對腫瘤干細胞的生物學特性及其在惡性腫瘤發生發展中的作用已有了較好的認識，腫瘤干細胞靶向干預治療已成為全新的抗癌策略。腫瘤微環境中內皮細胞對腫瘤細胞干細胞表型的誘導作用提示，腫瘤干細胞靶向或腫瘤干細胞微環境靶向都可成為腫瘤治療的新策略，為腫瘤的防治提供新思路。
