周圍神經種子細胞在周圍神經損傷后修復過程中起到了重要的作用。常見的種子細胞有雪旺細胞、骨髓間充質干細胞和神經干細胞等。雪旺細胞是周圍神經系統特有的膠質細胞, 其出現在周圍神經系統, 形成髓鞘以將周圍神經系統的神經元所伸出的軸突進行絕緣包裹, 使得神經訊號的傳導速度得以加速, 其在維持周圍神經功能及周圍神經損傷后再生的過程中發揮重要的作用; 骨髓間充質干細胞是一類主要存在于全身結締組織和器官間質中的干細胞, 具有旺盛的增殖和多向分化的潛能, 是目前研究比較多的功能干細胞; 神經干細胞是一種具有多向分化潛能的細胞, 能自我更新, 并通過不對稱分裂產生和分化神經元、星型膠質細胞和少突膠質細胞。本文就此三類細胞的相關研究進行探討。
引用本文： 石更強, 胡益. 周圍神經種子細胞的研究進展. 生物醫學工程學雜志, 2015, 32(2): 470-474. doi: 10.7507/1001-5515.20150085 復制
引言
周圍神經系統損傷后的康復是現代神經康復醫學的重要組成部分。組織工程為周圍神經缺損的修復提供了新的方法。利用組織工程修復周圍神經，首先要找到在周圍神經損傷及再生中發揮關鍵作用的細胞，即種子細胞。同時將種子細胞與生物材料的復合物植入受傷神經處，在相關神經營養因子的作用下，引導軸突再生形成新的周圍神經組織，從而達到修復損傷以及重建功能的目的。常見的種子細胞有雪旺細胞(Schwann cells, SCs)，骨髓間充質干細胞(bone marrow mesenchymal stem cells, BMSCs)和神經干細胞(neural stem cells, NSCs)等，現就此三類細胞的研究進展進行探討。
1 SCs
SCs是周圍神經系統特有的膠質細胞，出現在周圍神經系統，形成髓鞘以將周圍神經系統神經元所伸出的軸突進行絕緣包裹，使得神經訊號的傳導速度得以加快，其在維持周圍神經功能及周圍神經損傷后再生的過程中發揮重要的作用[1]。目前SCs是周圍神經種子細胞中研究得最為廣泛的一類細胞。SCs主要的取材部位是坐骨神經、腓腸神經及脊背神經[2]。周圍神經組織工程所需要的SCs數量往往非常巨大，它的體外培養、純化及擴增顯得尤為重要[3-4]。
1.1 SCs在培養與純化方法上的研究進展
1.1.1 恰當的培養與純化方法的選擇
培養純化SCs常見的方法有：雙向差速法、差速分離法、層粘連蛋白吸附法、神經調節蛋白1純化法、MGM培養基抑制法、低濃度酶溶液培養法、抗有絲分裂法以及免疫磁珠法[2]。成玉澤等[5]分別用雙酶分步消化法、預變性消化法及組織塊反復接種法體外培養和純化大鼠SCs，結果顯示組織塊反復接種法所獲SCs純度為92.7%±8.1%, 高于雙酶分步消化法的35.4%±3.6%及預變性消化法的37.2%±4.5%，表明組織塊反復接種法可獲得高純度的SCs。陶曉宇等[6]為建立一種簡易有效的體外培養和純化SCs的方法，采用顯微技術嚴格無菌條件下取新生大鼠坐骨神經，去除鞘膜，剪碎成0.5 mm2大小，混合酶分步消化法分離單個細胞，用連續階段時間點(接種培養后第15、30和45 min)差速貼壁法聯合適時阿糖胞苷抑制法進行純化，通過形態學觀察和S-100免疫組化鑒定。結果顯示SCs增殖能力強，生長良好，外形為雙極、成堆或旋渦狀生長，S-100免疫細胞化學反應陽極細胞純度均達98%，因此該培養方法可從新生大鼠神經獲得高純度的SCs。王洪美等[7]應用3種不同的培養方法對10份人胚胎樣本的坐骨神經分別采用植塊培養法、差速貼壁法、分次消化法進行培養觀察。并采用S-100免疫熒光化學方法鑒定SCs，Hoechst染色標記細胞核，統計SCs濃度，結果表明3種培養方法獲得的細胞濃度分別為：分次消化培養法為90%，差速貼壁法為75%，植塊培養法為67%，分次消化培養法獲得的細胞純度明顯高于其他兩組(P＜0.05)，因此得出結論為分次消化培養法較差速貼壁法、植塊培養法更易獲得高純度SCs。與此同時，國內部分實驗課題組在傳統實驗方法上加以改進，并獲得了極高純度的SCs。陳祥等[8]對常用的阿糖胞苷處理及差速貼壁法進行大鼠SCs原代培養及純化的方法進行改進。先用阿糖胞苷處理殺死大部分的成纖維細胞，再用抗-Thy-1.1抗體和兔補體處理去除殘余成纖維細胞，獲得純化的SCs。此外，對抗-Thy-1.1抗體和兔補體的濃度、處理時間都進行了改進，避免了由于SCs狀態不好而引起的大量SCs死亡。此方法能夠將SCs的濃度由90%提高到99%。
1.1.2 適當的周圍神經取材部位及性態的選擇
王世清等[9]將6只SD大鼠取樣坐骨神經和背根神經節，采取純化及傳代培養的方法。取第一代SCs，采取計數法繪制8 d里面的SCs的生長曲線，隨后采取MTT法檢測8 d里面SCs的增殖狀態，采取ELISA法測量神經營養因子的濃度，以及采用抗S-100免疫細胞化學測量SCs的純度，結果表明每只SD大鼠能夠取樣背根神經節36～43個。最終采用抗S-100免疫細胞測量后得出，取樣背根神經節組的SCs濃度是92.08%±3.45%，取樣坐骨神經組的濃度是77.50%±3.57%。結果提示取樣于背根神經節可以得到數量更多、活性更高的SCs，該部位的取材能夠為周圍神經的修復提供更具價值的活性SCs。Kraus等[10]在分離純化SCs之前，采取坐骨神經離斷，使用1～2周的華勒變性后，SCs的數量增加了一半，這表明經過變性后，SCs的數量增加了。在通常情況下，選用同種周圍神經的不同性態對于獲得SCs的純度也有所不同。王耀軍等[11]選用成年大鼠預變性坐骨神經、新生大鼠坐骨神經、成年大鼠新鮮坐骨神經，以低濃度胰酶快速消化法與差速貼壁法進行SCs培養，結果顯示細胞生長良好，S-100染色陽性，SCs純度分別為：成年預變性坐骨神經組98%，新生大鼠坐骨神經組93%，成年新鮮坐骨神經組92%，結果表明成年大鼠預變性坐骨神經制作原材料來源廣、濃度高、細胞增殖異常旺盛，可用作細胞生物學與組織工程等研究。
1.1.3 國內SCs培養純化的相關研究
張華等[12]采用反復組織塊種植法，在2.5%胎牛血清條件下抑制成纖維細胞生長，進行SCs培養；以S-100抗體染色鑒定SCs，結果顯示獲得純度在98%以上的大量高活性SCs。因此該法可以非常簡便地獲得高濃度的SCs，值得進一步地推廣，但這種方法也有一定的條件局限性即必須在2.5%胎牛血清條件下培養，其他濃度的培養液對于抑制成纖維細胞的效果不盡如人意。Komiyama等[13]已證實，不同濃度的胎牛血清對SCs的增殖影響也不同。分別用0%～10%胎牛血清培養SCs，當胎牛血清濃度為10%時，不僅可以促進SCs的快速增殖，同時也可促進成纖維細胞的增殖；無血清培養時，SCs從離體坐骨神經遷出較含血清培養時更為明顯；胎牛血清濃度為2.5%，促進SCs增殖及抑制成纖維細胞的比值達到最高，為SCs純化的最佳濃度。此外秦義武等[14]發現單酶消化法可以快速獲得高純度、高活性的大鼠SCs。劉炎等[15]發現雙向差速復合膠原酶消化法也是一種高效、快捷的SCs純化方法。
1.2 激活態SCs的研究進展
目前運用創新性實驗方法獲取SCs是研究拓展的新方向。李巖鋒[16]發現通過“激活液”(專利申請中)外源性刺激獲得的激活態SCs，在增殖能力和分泌活性上都明顯超過正常的SCs，而且促進神經再生的效果也明顯增強。研究通過四個方面：①培養成年大鼠SCs的關鍵技術的比較研究；②激活態SCs體外生物學特性的實驗研究；③激活態SCs自體移植后的體內過程；④激活態SCs自體移植對后代影響的實驗研究，得到的結果表明：①體外預變性和體內預變性都能明顯增加取材神經中的SCs數目，無統計學差異，但體外預變性減輕了患者的痛苦，更適合臨床研究；②從成年大鼠周圍神經分離并體外培養獲得的激活態SCs，基本不具備惡性細胞的生物學特性；③激活態SCs在體內非正常的微環境下至少可以存活2個月，不形成腫瘤；④激活態SCs的自體移植對成年雌性動物的后代的生物學性狀不產生明顯的影響，無致畸性。此種新方法對SCs的獲取作出了一個全新的啟示，通過外源性刺激，得到的激活態SCs比正常的SCs在周圍神經損傷修復過程中的優勢更加明顯。
2 BMSCs
BMSCs是一類主要存在于全身結締組織和器官間質中的干細胞，具有旺盛的增殖和多向分化潛能，是目前探討較多的干細胞。BMSCs可分化為多種不同種類的細胞，比如：肌肉細胞、脂肪細胞等[17]。近幾年國內外才開始逐漸采取BMSCs恢復外周神經損傷后的功能，雖然起步時間較晚，但近些年來成果突出。曹敏麗等[18]發現BMSCs能顯著促進缺損神經的修復。其優點有：①來源充足，具有旺盛的增殖能力。②具有較低的免疫抗原性。③自體移植，可避開倫理道德的約束等。
目前關于BMSCs修復周圍神經的研究部分圍繞著將其誘導分化為神經細胞而展開。有研究發現BMSCs在體外誘導條件下可以轉化為SCs，能夠有效地使大鼠坐骨神經的相關功能得到康復，并且能夠使周圍神經再生的速度加快[19]。Shimizu等[20]發現人體BMSCs可被體外誘導分化培養，并能替代SCs用于周圍神經康復的臨床治療。鄭煜等[21]使用體外培養的BMSCs誘導并分化為樣細胞，最后移植到大鼠坐骨神經損傷部位，結果表明BMSCs可促進大鼠損傷的周圍神經功能的恢復。
BMSCs誘導分化為神經細胞主要通過體內誘導分化和體外誘導分化兩種途徑進行。其中體外誘導分化比體內誘導分化使用得更為廣泛，這是因為在體內誘導的相關流程中有大量的BMSCs發生凋亡或死亡，難以分化成具有相關功能的神經細胞；另外，體外誘導分化率遠遠高于體內誘導分化率[22]。安秀峰等[23]總結發現影響BMSCs向神經細胞分化的因素分為外部以及內部因素，其中外部因素有：激光輻射、氧氣含量、神經細胞的誘導作用等，內部因素有：microRNAs的表達、Notch信號通路、Wnt信號通路等。
BMSCs修復周圍神經缺損，大多都結合相關有效物質進行耦合性修復。Hu等[24]基于恒河猴比其他哺乳動物更適合作為臨床研究這一生物學現實，并考慮到人類與恒河猴的手臂之間有解剖學和功能的最大相似性，在實驗中使用殼聚糖/ PLGA作為基礎，并且采用自體BMSCs作為種子細胞，用組織工程化的技術在恒河猴的身上橋接長50 mm的正中神經，用來恢復其神經功能，結果表明自體BMSCs能夠有效地分泌相關神經因子，并結合滕氏支架有效地恢復恒河猴的正中神經再生，為臨床使用BMSCs修復周圍神經缺損奠定了實驗基礎。Zheng等[25]采用殼聚糖導管并接種復合BMSCs耦合修復大鼠的間隙8 mm坐骨神經，并檢測大鼠的坐骨神經功能指數(SFI)，然后進行動物行動學觀察、組織學檢測、免疫組織化學檢測。術后6周后各項指標表明大鼠的坐骨神經修復狀況良好，因此可以證明利用多通道殼聚糖導管接種BMSCs可以有效地治療周圍神經的缺損。
3 NSCs
NSCs是一種具有多向分化潛能的細胞，能自我更新，并通過不對稱分裂產生和分化神經元、星型膠質細胞和少突膠質細胞[26]。目前NSCs主要應用于帕金森病、脊髓損傷、腦血管疾病、腦梗死、阿爾茨海默病等中樞神經系統疾病。
部分學者已經在相關實驗中移植了NSCs，結果表現為其能夠長時間存活、并且長距離移動最終能夠使得軸突再髓鞘化，因此這種移植也提高了損傷功能恢復速度。但有大量的研究證明目前人體內的NSCs只能來源于中樞神經系統，而且只有存在于大腦的某些部位以及脊髓的NSCs可被培養、純化及擴增后用于治療神經缺損[27-28]。因此若能利用外界干擾將NSCs進行定向誘導分化和移植，將為周圍神經系統損傷造成的疾病提供一個良好的治療途徑。由于NSCs與神經系統最具同源性，因此其免疫性較弱，通常都將其誘導分化為SCs以治療周圍神經系統疾病。有研究提示將NSCs移植至脊髓的相關部位時，NSCs可以分化為SCs[29]。Murakami等[30]在治療周圍神經損傷的過程中，NSCs不僅修復了15 mm坐骨神經缺損，而且移植后的細胞部分表達了SCs的幾種相對標志物。Chang等[31]利用自制的一套細胞培養系統，研究發現雙相電流不但可以明顯加強NSCs的增殖，而且還能促進NSCs向神經元的分化。
另外，張民皓等[32]選用一批SD大鼠隨機均分為3組：實驗組、對照組和假手術組。對照組和實驗組使用坐骨神經損傷的模型，假手術組僅暴露坐骨神經，不結扎。實驗結果表明NSCs可提高脊髓中相關部位腦源性神經營養因子的表達，從而抑制周圍神經損傷產生的疼痛。與此同時，Cheng等[33]監測NSCs的移植對于急性周圍神經拉傷的修復的作用，并使用核磁共振技術檢測NSCs促進周圍神經再生的能力，研究表明NSCs的移植可以促進周圍神經急性拉傷損傷后的再生修復，并能夠增加神經的T1和T2值。
隨著組織工程和自體神經移植技術的發展，在神經導管上接種自體NSCs治療周圍神經損傷成為一種新趨勢。Xu等[34]應用腦源性NSCs移植到大鼠坐骨神經上，用來修復坐骨神經損傷。在切斷大鼠坐骨神經后，形成了大約10 mm的間隙，中間接入填充NSCs的硅管。8周后，測定坐骨神經功能指數以及坐骨神經傳導速度，結果顯示均接近于正常傳導速度，切斷的坐骨神經已經完全修復，因此表明NSCs可以明顯促進軸突髓鞘的再生功能，NSCs可用于臨床上修復部分周圍神經。此外，Gu等[35]在實驗中也證實NSCs移植到損傷周圍神經處，可以引導軸突再生，從而促進周圍神經再生。
NSCs應用于修復周圍神經系統缺損是一個嶄新以及充滿希望的研究熱點，某些方面已經取得了可喜的成就，但是由于獲得NSCs受到取材困難及倫理學方面的限制，目前只有部分進入了臨床試驗階段，但其作為一個新興領域，通過不斷地科研實踐，最終會取得深遠影響。
引言
周圍神經系統損傷后的康復是現代神經康復醫學的重要組成部分。組織工程為周圍神經缺損的修復提供了新的方法。利用組織工程修復周圍神經，首先要找到在周圍神經損傷及再生中發揮關鍵作用的細胞，即種子細胞。同時將種子細胞與生物材料的復合物植入受傷神經處，在相關神經營養因子的作用下，引導軸突再生形成新的周圍神經組織，從而達到修復損傷以及重建功能的目的。常見的種子細胞有雪旺細胞(Schwann cells, SCs)，骨髓間充質干細胞(bone marrow mesenchymal stem cells, BMSCs)和神經干細胞(neural stem cells, NSCs)等，現就此三類細胞的研究進展進行探討。
1 SCs
SCs是周圍神經系統特有的膠質細胞，出現在周圍神經系統，形成髓鞘以將周圍神經系統神經元所伸出的軸突進行絕緣包裹，使得神經訊號的傳導速度得以加快，其在維持周圍神經功能及周圍神經損傷后再生的過程中發揮重要的作用[1]。目前SCs是周圍神經種子細胞中研究得最為廣泛的一類細胞。SCs主要的取材部位是坐骨神經、腓腸神經及脊背神經[2]。周圍神經組織工程所需要的SCs數量往往非常巨大，它的體外培養、純化及擴增顯得尤為重要[3-4]。
1.1 SCs在培養與純化方法上的研究進展
1.1.1 恰當的培養與純化方法的選擇
培養純化SCs常見的方法有：雙向差速法、差速分離法、層粘連蛋白吸附法、神經調節蛋白1純化法、MGM培養基抑制法、低濃度酶溶液培養法、抗有絲分裂法以及免疫磁珠法[2]。成玉澤等[5]分別用雙酶分步消化法、預變性消化法及組織塊反復接種法體外培養和純化大鼠SCs，結果顯示組織塊反復接種法所獲SCs純度為92.7%±8.1%, 高于雙酶分步消化法的35.4%±3.6%及預變性消化法的37.2%±4.5%，表明組織塊反復接種法可獲得高純度的SCs。陶曉宇等[6]為建立一種簡易有效的體外培養和純化SCs的方法，采用顯微技術嚴格無菌條件下取新生大鼠坐骨神經，去除鞘膜，剪碎成0.5 mm2大小，混合酶分步消化法分離單個細胞，用連續階段時間點(接種培養后第15、30和45 min)差速貼壁法聯合適時阿糖胞苷抑制法進行純化，通過形態學觀察和S-100免疫組化鑒定。結果顯示SCs增殖能力強，生長良好，外形為雙極、成堆或旋渦狀生長，S-100免疫細胞化學反應陽極細胞純度均達98%，因此該培養方法可從新生大鼠神經獲得高純度的SCs。王洪美等[7]應用3種不同的培養方法對10份人胚胎樣本的坐骨神經分別采用植塊培養法、差速貼壁法、分次消化法進行培養觀察。并采用S-100免疫熒光化學方法鑒定SCs，Hoechst染色標記細胞核，統計SCs濃度，結果表明3種培養方法獲得的細胞濃度分別為：分次消化培養法為90%，差速貼壁法為75%，植塊培養法為67%，分次消化培養法獲得的細胞純度明顯高于其他兩組(P＜0.05)，因此得出結論為分次消化培養法較差速貼壁法、植塊培養法更易獲得高純度SCs。與此同時，國內部分實驗課題組在傳統實驗方法上加以改進，并獲得了極高純度的SCs。陳祥等[8]對常用的阿糖胞苷處理及差速貼壁法進行大鼠SCs原代培養及純化的方法進行改進。先用阿糖胞苷處理殺死大部分的成纖維細胞，再用抗-Thy-1.1抗體和兔補體處理去除殘余成纖維細胞，獲得純化的SCs。此外，對抗-Thy-1.1抗體和兔補體的濃度、處理時間都進行了改進，避免了由于SCs狀態不好而引起的大量SCs死亡。此方法能夠將SCs的濃度由90%提高到99%。
1.1.2 適當的周圍神經取材部位及性態的選擇
王世清等[9]將6只SD大鼠取樣坐骨神經和背根神經節，采取純化及傳代培養的方法。取第一代SCs，采取計數法繪制8 d里面的SCs的生長曲線，隨后采取MTT法檢測8 d里面SCs的增殖狀態，采取ELISA法測量神經營養因子的濃度，以及采用抗S-100免疫細胞化學測量SCs的純度，結果表明每只SD大鼠能夠取樣背根神經節36～43個。最終采用抗S-100免疫細胞測量后得出，取樣背根神經節組的SCs濃度是92.08%±3.45%，取樣坐骨神經組的濃度是77.50%±3.57%。結果提示取樣于背根神經節可以得到數量更多、活性更高的SCs，該部位的取材能夠為周圍神經的修復提供更具價值的活性SCs。Kraus等[10]在分離純化SCs之前，采取坐骨神經離斷，使用1～2周的華勒變性后，SCs的數量增加了一半，這表明經過變性后，SCs的數量增加了。在通常情況下，選用同種周圍神經的不同性態對于獲得SCs的純度也有所不同。王耀軍等[11]選用成年大鼠預變性坐骨神經、新生大鼠坐骨神經、成年大鼠新鮮坐骨神經，以低濃度胰酶快速消化法與差速貼壁法進行SCs培養，結果顯示細胞生長良好，S-100染色陽性，SCs純度分別為：成年預變性坐骨神經組98%，新生大鼠坐骨神經組93%，成年新鮮坐骨神經組92%，結果表明成年大鼠預變性坐骨神經制作原材料來源廣、濃度高、細胞增殖異常旺盛，可用作細胞生物學與組織工程等研究。
1.1.3 國內SCs培養純化的相關研究
張華等[12]采用反復組織塊種植法，在2.5%胎牛血清條件下抑制成纖維細胞生長，進行SCs培養；以S-100抗體染色鑒定SCs，結果顯示獲得純度在98%以上的大量高活性SCs。因此該法可以非常簡便地獲得高濃度的SCs，值得進一步地推廣，但這種方法也有一定的條件局限性即必須在2.5%胎牛血清條件下培養，其他濃度的培養液對于抑制成纖維細胞的效果不盡如人意。Komiyama等[13]已證實，不同濃度的胎牛血清對SCs的增殖影響也不同。分別用0%～10%胎牛血清培養SCs，當胎牛血清濃度為10%時，不僅可以促進SCs的快速增殖，同時也可促進成纖維細胞的增殖；無血清培養時，SCs從離體坐骨神經遷出較含血清培養時更為明顯；胎牛血清濃度為2.5%，促進SCs增殖及抑制成纖維細胞的比值達到最高，為SCs純化的最佳濃度。此外秦義武等[14]發現單酶消化法可以快速獲得高純度、高活性的大鼠SCs。劉炎等[15]發現雙向差速復合膠原酶消化法也是一種高效、快捷的SCs純化方法。
1.2 激活態SCs的研究進展
目前運用創新性實驗方法獲取SCs是研究拓展的新方向。李巖鋒[16]發現通過“激活液”(專利申請中)外源性刺激獲得的激活態SCs，在增殖能力和分泌活性上都明顯超過正常的SCs，而且促進神經再生的效果也明顯增強。研究通過四個方面：①培養成年大鼠SCs的關鍵技術的比較研究；②激活態SCs體外生物學特性的實驗研究；③激活態SCs自體移植后的體內過程；④激活態SCs自體移植對后代影響的實驗研究，得到的結果表明：①體外預變性和體內預變性都能明顯增加取材神經中的SCs數目，無統計學差異，但體外預變性減輕了患者的痛苦，更適合臨床研究；②從成年大鼠周圍神經分離并體外培養獲得的激活態SCs，基本不具備惡性細胞的生物學特性；③激活態SCs在體內非正常的微環境下至少可以存活2個月，不形成腫瘤；④激活態SCs的自體移植對成年雌性動物的后代的生物學性狀不產生明顯的影響，無致畸性。此種新方法對SCs的獲取作出了一個全新的啟示，通過外源性刺激，得到的激活態SCs比正常的SCs在周圍神經損傷修復過程中的優勢更加明顯。
2 BMSCs
BMSCs是一類主要存在于全身結締組織和器官間質中的干細胞，具有旺盛的增殖和多向分化潛能，是目前探討較多的干細胞。BMSCs可分化為多種不同種類的細胞，比如：肌肉細胞、脂肪細胞等[17]。近幾年國內外才開始逐漸采取BMSCs恢復外周神經損傷后的功能，雖然起步時間較晚，但近些年來成果突出。曹敏麗等[18]發現BMSCs能顯著促進缺損神經的修復。其優點有：①來源充足，具有旺盛的增殖能力。②具有較低的免疫抗原性。③自體移植，可避開倫理道德的約束等。
目前關于BMSCs修復周圍神經的研究部分圍繞著將其誘導分化為神經細胞而展開。有研究發現BMSCs在體外誘導條件下可以轉化為SCs，能夠有效地使大鼠坐骨神經的相關功能得到康復，并且能夠使周圍神經再生的速度加快[19]。Shimizu等[20]發現人體BMSCs可被體外誘導分化培養，并能替代SCs用于周圍神經康復的臨床治療。鄭煜等[21]使用體外培養的BMSCs誘導并分化為樣細胞，最后移植到大鼠坐骨神經損傷部位，結果表明BMSCs可促進大鼠損傷的周圍神經功能的恢復。
BMSCs誘導分化為神經細胞主要通過體內誘導分化和體外誘導分化兩種途徑進行。其中體外誘導分化比體內誘導分化使用得更為廣泛，這是因為在體內誘導的相關流程中有大量的BMSCs發生凋亡或死亡，難以分化成具有相關功能的神經細胞；另外，體外誘導分化率遠遠高于體內誘導分化率[22]。安秀峰等[23]總結發現影響BMSCs向神經細胞分化的因素分為外部以及內部因素，其中外部因素有：激光輻射、氧氣含量、神經細胞的誘導作用等，內部因素有：microRNAs的表達、Notch信號通路、Wnt信號通路等。
BMSCs修復周圍神經缺損，大多都結合相關有效物質進行耦合性修復。Hu等[24]基于恒河猴比其他哺乳動物更適合作為臨床研究這一生物學現實，并考慮到人類與恒河猴的手臂之間有解剖學和功能的最大相似性，在實驗中使用殼聚糖/ PLGA作為基礎，并且采用自體BMSCs作為種子細胞，用組織工程化的技術在恒河猴的身上橋接長50 mm的正中神經，用來恢復其神經功能，結果表明自體BMSCs能夠有效地分泌相關神經因子，并結合滕氏支架有效地恢復恒河猴的正中神經再生，為臨床使用BMSCs修復周圍神經缺損奠定了實驗基礎。Zheng等[25]采用殼聚糖導管并接種復合BMSCs耦合修復大鼠的間隙8 mm坐骨神經，并檢測大鼠的坐骨神經功能指數(SFI)，然后進行動物行動學觀察、組織學檢測、免疫組織化學檢測。術后6周后各項指標表明大鼠的坐骨神經修復狀況良好，因此可以證明利用多通道殼聚糖導管接種BMSCs可以有效地治療周圍神經的缺損。
3 NSCs
NSCs是一種具有多向分化潛能的細胞，能自我更新，并通過不對稱分裂產生和分化神經元、星型膠質細胞和少突膠質細胞[26]。目前NSCs主要應用于帕金森病、脊髓損傷、腦血管疾病、腦梗死、阿爾茨海默病等中樞神經系統疾病。
部分學者已經在相關實驗中移植了NSCs，結果表現為其能夠長時間存活、并且長距離移動最終能夠使得軸突再髓鞘化，因此這種移植也提高了損傷功能恢復速度。但有大量的研究證明目前人體內的NSCs只能來源于中樞神經系統，而且只有存在于大腦的某些部位以及脊髓的NSCs可被培養、純化及擴增后用于治療神經缺損[27-28]。因此若能利用外界干擾將NSCs進行定向誘導分化和移植，將為周圍神經系統損傷造成的疾病提供一個良好的治療途徑。由于NSCs與神經系統最具同源性，因此其免疫性較弱，通常都將其誘導分化為SCs以治療周圍神經系統疾病。有研究提示將NSCs移植至脊髓的相關部位時，NSCs可以分化為SCs[29]。Murakami等[30]在治療周圍神經損傷的過程中，NSCs不僅修復了15 mm坐骨神經缺損，而且移植后的細胞部分表達了SCs的幾種相對標志物。Chang等[31]利用自制的一套細胞培養系統，研究發現雙相電流不但可以明顯加強NSCs的增殖，而且還能促進NSCs向神經元的分化。
另外，張民皓等[32]選用一批SD大鼠隨機均分為3組：實驗組、對照組和假手術組。對照組和實驗組使用坐骨神經損傷的模型，假手術組僅暴露坐骨神經，不結扎。實驗結果表明NSCs可提高脊髓中相關部位腦源性神經營養因子的表達，從而抑制周圍神經損傷產生的疼痛。與此同時，Cheng等[33]監測NSCs的移植對于急性周圍神經拉傷的修復的作用，并使用核磁共振技術檢測NSCs促進周圍神經再生的能力，研究表明NSCs的移植可以促進周圍神經急性拉傷損傷后的再生修復，并能夠增加神經的T1和T2值。
隨著組織工程和自體神經移植技術的發展，在神經導管上接種自體NSCs治療周圍神經損傷成為一種新趨勢。Xu等[34]應用腦源性NSCs移植到大鼠坐骨神經上，用來修復坐骨神經損傷。在切斷大鼠坐骨神經后，形成了大約10 mm的間隙，中間接入填充NSCs的硅管。8周后，測定坐骨神經功能指數以及坐骨神經傳導速度，結果顯示均接近于正常傳導速度，切斷的坐骨神經已經完全修復，因此表明NSCs可以明顯促進軸突髓鞘的再生功能，NSCs可用于臨床上修復部分周圍神經。此外，Gu等[35]在實驗中也證實NSCs移植到損傷周圍神經處，可以引導軸突再生，從而促進周圍神經再生。
NSCs應用于修復周圍神經系統缺損是一個嶄新以及充滿希望的研究熱點，某些方面已經取得了可喜的成就，但是由于獲得NSCs受到取材困難及倫理學方面的限制，目前只有部分進入了臨床試驗階段，但其作為一個新興領域，通過不斷地科研實踐，最終會取得深遠影響。