深低溫停循環（deep hypothermic circulatory arrest，DHCA）技術是復雜主動脈弓手術、先天性心臟畸形手術、肺動脈內膜剝脫術等操作中的基礎性器官保護手段。建立 DHCA 大鼠模型有助于深入探究 DHCA 對機體的影響及其病理生理過程。但在模型建立過程中存在圍實驗期監測不完善、管理不精確、肝素化不規范等問題，有必要就 DHCA 大鼠模型相關文獻進行綜述，以期建立操作規范、標準明確、技術成熟的 DHCA 大鼠模型。
引用本文： 閆偉東, 吉冰洋. 深低溫停循環大鼠模型研究進展. 中國胸心血管外科臨床雜志, 2022, 29(12): 1678-1685. doi: 10.7507/1007-4848.202101078 復制
深低溫停循環（deep hypothermic circulatory arrest，DHCA）技術自其應用于臨床至今已近 50 年[1]，在復雜主動脈弓手術、先天性心臟畸形手術、肺動脈內膜剝脫術等操作過程中，DHCA 仍然為基礎性器官保護手段。建立 DHCA 動物模型，深入探究 DHCA 對機體的影響及其病理生理過程對于優化圍術期管理方案、制定臟器保護策略、提高患者術后生存質量等十分重要。
在建立 DHCA 模型的過程中，豬、羊、狗、兔等動物曾先后被選作實驗對象。由于存在實驗費用昂貴、儀器設備不配套、缺乏評估神經功能方法等問題[2-3]，研究者開始將目光轉向嚙齒類動物大鼠。在克服了上述問題的基礎上，大鼠具備動物資源豐富、實驗花費小、耗費人力資源少、重復性強等優點[4]。
隨著 DHCA 臨床經驗的不斷豐富，科研人員也在逐漸優化并完善大鼠 DHCA 模型。但在此過程中仍然存在圍實驗期監測不完善、儀器設備不匹配、麻醉及呼吸管理不精確、全身肝素化不規范、實驗鼠術后長期生存率低等諸多問題，有必要就 DHCA 大鼠模型相關文獻進行綜述，以期建立操作規范、標準明確、技術成熟的 DHCA 大鼠模型。
1 建立深低溫停循環大鼠模型的基礎策略
1.1 大鼠的選擇與管理
實驗研究多選擇成年 Sprague Dawley 大鼠作為研究對象，14～16 周齡居多；見表 1。成年大鼠各器官系統功能相對成熟，抵抗創傷的能力較強，血管條件也相對成熟，易于實驗操作。體重在 200～600 g 之間，體重與血容量存在一定的相關性。預充量為 20 mL 時，體重 400～450 g 大鼠血細胞比容（hematocrit，Hct）可降至 20%。
表1
DHCA 大鼠模型的基礎特征
目前實驗大鼠均為雄鼠，而研究[24]表明經歷創傷應激障礙后，雌、雄鼠下丘腦-垂體-腎上腺素軸的應激活動存在差異，即性別因素導致的激素水平差異可能影響相關實驗結論。因此，從長遠角度考慮，仍需要對比觀察干預措施對雌、雄鼠的影響是否一致，以明確性別因素在此過程中的差異性。
1.2 圍實驗期監測
精確的體溫監測是指導 DHCA 實驗進程的關鍵，體溫監測經歷了從直腸溫度（肛溫）到顱內溫度（顱溫）的變化過程[5-6]。準確的顱溫監測可以明確評估體溫對神經系統的影響，而大鼠體型偏小，降溫過程具有多樣性，實驗時可能出現顱溫低于肛溫的情況。不同研究間顱溫監測方法存在差異，尚缺乏統一的顱溫監測方法與標準。圍實驗期動脈壓監測多選擇 22～24G 留置針穿刺股動脈，也有少數科研人員選擇腹壁動脈、頸動脈、尾動脈。血管的選擇需考慮建立 DHCA 管路擬用血管及操作難易程度。鼠血容量偏小，實驗過程中的采血時間點、采血量以及具體監測指標均根據各實驗目的而制定。實驗過程中應盡可能保證無菌操作，以減少傷口局部炎癥對實驗終點的影響，實驗后可使用抗生素預防性抗感染治療[7]。DHCA 結束后是否使用魚精蛋白拮抗肝素，部分研究[6-8]明確提及術畢不進行魚精蛋白拮抗肝素，而有研究[4]在使用魚精蛋白拮抗肝素后并未發生相關不良反應。
1.3 麻醉及呼吸功能管理
麻醉與呼吸功能管理是建立 DHCA 大鼠模型的基礎，為了減少麻醉、呼吸機對實驗結果的影響，需注意選擇合適的麻醉藥物、恰當的氣道管理方式，維持適宜的麻醉深度，降低機體應激水平，形成實驗鼠肺保護理念等。在實驗過程中使用吸入麻醉藥物的主要優點包括：（1）給藥途徑為經呼吸道吸入，可避免因靜脈注射導致的血液稀釋、因腹腔注射導致的腹內壓增高影響靜脈回流等問題；（2）麻醉深度可根據揮發罐輸出濃度、體動反應等粗略估計，維持一定麻醉深度相對容易且效果穩定。經靜脈注射、經腹腔注射等用藥方式都會因藥物逐漸代謝而導致麻醉深度逐漸偏淺，控制適宜麻醉深度較困難。在模型建立的早期階段，研究人員多采取氣管切開方式置入氣管導管，這雖提高了插管成功率，但隨之導致的氣道損傷將嚴重影響實驗后大鼠的生存質量和生存率。推薦經口建立實驗鼠人工氣道，這將有助于降低術后氣道感染發生率。
呼吸機基本參數應包括：呼吸頻率、潮氣量、吸呼比、氣道壓等。有關 DHCA 大鼠研究模型的文獻報道很少詳細報告相關參數。參考大鼠生理特征，呼吸頻率多設置為 60～70 次/min，潮氣量 8～10 mL/kg；見表 1。為避免多次測血氣分析導致的血液丟失，推薦有條件的實驗室通過監測呼氣末二氧化碳水平調節呼吸機相關參數。大部分研究在體外循環開始轉流期間降低呼吸頻率[9]，在 DHCA 期間停呼吸[7]。為避免 DHCA 期間大鼠發生肺不張，可嘗試在 DHCA 期間將呼吸模式調整為持續正壓通氣（壓力 5 cm H2O，1 cm H2O=0.098 kPa）[8]。實驗期間不建議維持純氧通氣。持續吸入高濃度氧氣會導致高氧血癥，若再加之氣道長時間處于高壓狀態，則很容易導致氧中毒。吸入氧氣濃度為 45%～60% 可保證小鼠圍實驗期的氧供。降低吸入氧氣濃度的原則是：在保證通氣量、機體氧供的前提下，個體化降低氧氣濃度。在此過程中應注意避免動脈血二氧化碳分壓持續下降導致的呼吸性堿中毒[4]。
2 深低溫停循環大鼠模型設備及管理策略
DHCA 大鼠模型的建立過程經歷了由“開放式”（模仿開胸過程進行腔靜脈、主動脈插管）到“閉式”（經外周動靜脈置管）的過程，促進上述轉變的原因是開胸操作創傷過大、操作難度大、失血量過多、體外循環停機困難等。目前大部分 DHCA 模型均能采用閉式、小容量、無血預充方案。
大多數研究選擇于尾動脈進行動脈置管，于頸靜脈進行靜脈置管，于股動脈監測血壓。動靜脈置管操作前需適當加深麻醉深度。進行動靜脈置管之前需要進行全身肝素化，在大鼠模型的發展歷程中，肝素劑量呈現逐漸減少趨勢，即從 1 000 IU/kg 逐漸降至 150 IU/kg，但報道轉機前激活全血凝固時間（activated coagulation time，ACT）標準的研究很少；見表 2。
表2
DHCA 大鼠模型的外科插管、轉機等參數
目前多數課題組仍在使用自行研制的靜脈引流管。由于靜脈管壁相對較薄，在穿刺過程中為避免刺穿靜脈，可嘗試先置入導絲，在導絲的引導下置入靜脈引流管[5]。體外循環建立初始階段常出現平均動脈壓下降現象（約下降 20 mm Hg，1 mm Hg=0.133 kPa），屆時可考慮使用腎上腺素維持平均動脈壓 40～50 mm Hg[2, 9]。體外循環流量可參考大鼠心輸出量。一般情況下，成年大鼠的心輸出量約為 50 mL/min[25]。在維持平均動脈壓≥50 mm Hg 的前提下，大部分研究在體外循環過程采用全流量，即 160～180 mL/（kg·min）；見表 2。Waterbury 等[2]報道了將流量維持在 100～120 mL/（kg·min）以保證大鼠正常心輸出量的 70%。
2.1 深低溫停循環設備
早期建立 DHCA 大鼠模型過程中使用的設備多數是將臨床設備進行簡易改裝，存在管路容積與大鼠血容量不匹配、血液與管路的接觸面積與大鼠體表面積不匹配等問題[10]。完善的 DHCA 設備應滿足：靜脈回流順暢、回流室及膜肺體積小、回路血液流速和負壓監測準確、無溶血現象、回路與血液接觸面積匹配、預充液配方適宜等特點。
科研人員均就地取材選擇注射器作為回流室的替代品，利用重力作用促進血液回流，且高度差波動在 20～50 cm 不等，這又間接增加整個管路的長度、體積，進而增加血液與體外管路的接觸面積[5]。Waterbury 等[2]報告了應用真空調節器持續保持?30 mm H2O（1 mm H2O=9.8×10?3 kPa）促進靜脈引流的方式以避免產生高度差，此方法值得借鑒，但這對靜脈引流管在血管中的位置要求較高，引流管貼壁會影響正常回流。目前 DHCA 大鼠模型運行情況的模式圖見圖 1。滾壓泵具有體積小、血流可精確調節的優點，雖能夠提供持續的血流模擬臨床情況，但會增加溶血并發癥的發生率[4]。安置變溫器過程中需注意血流方向與水流方向，變溫器降溫速度取決于變溫水箱，小動物實驗用水箱存在的不足是降溫過程緩慢。臨床上常用的變溫水箱可解決這一問題，但因其尺寸規格偏大而占據更多實驗用空間，在設備布局過程中，需考慮此情況。建立 DHCA 大鼠模型最困難之處在于縮小氧合器體積[2]，力求在保證氣體交換的前提下，體積越小越好。小動物氧合器存在的缺點是排氣過程繁瑣、持續時間長。在裝機準備過程中，需反復輕敲氧合器排空氣。用于連接上述設備的管路多為硅膠制品，具備質地柔軟、無毒、耐高熱和低溫的特點。預充液總量呈逐漸減少趨勢，從 45 mL 到<10 mL，這能夠避免因過度血液稀釋帶來的組織缺氧、輸血等。鼠的血容量約 64.5～70.0 mL/kg，12 mL 預充液相當于體重為 350～450 g 大鼠全血容量的 50%[11, 25]，大鼠血紅蛋白濃度可由建模前的 17 g/dL下降至建模后的 11 g/dL[11]；見表3。
圖1
深低溫停循環大鼠模型模式圖
2.2 深低溫停循環管理策略
DHCA 的降溫目標是 18℃，也有研究采取 16℃、20℃ 等作為降溫終點；見表 2。降溫的方法多數采用降低室溫、變溫器以及將大鼠置于冰水中等方式。整個降溫過程多數持續在 30～40 min。降溫時，DHCA 流量可酌情從初始速度減半，維持生命體征平穩[5]，直至達到目標溫度且心臟停跳而停止轉流。有研究報道當大鼠體溫降至 18℃ 時，可能出現心臟不停跳的現象。遇此情況，可嘗試通過全血引空[7]、繼續降溫[2]、給予適當藥物（艾司洛爾、氯化鉀）[26]等方式強迫心臟停跳，以創建 DHCA 模型。
探究適宜的 DHCA 持續時間是本領域研究熱點之一，DHCA 持續時間越長，乳酸水平越高[8]。45 min 是目前比較公認的大鼠可耐受 DHCA 時間。有必要探究 DHCA 持續時間長短與神經元永久性損傷、神經元電活動、神經認知功能、術后生存率等結局指標的相關性，找出最適宜的停循環時間以期為臨床提供參考。
復溫目標為 34℃，復溫過程持續 40～60 min。在此過程中最值得注意的是加溫設備的溫度與大鼠體溫的溫度差，避免溫差過大（>10℃）。大鼠在經歷長時間的 DHCA 后，復溫狀態宜慢不宜快，有研究[16]采用 2℃/10 min 的策略。復溫階段轉機流量可考慮以逐漸遞增的方式緩慢恢復至初始流量，當泵的轉速過高而導致回流室血液被吸空、管路出現干癟現象時，可嘗試通過降低轉速、靜脈輸注羥乙基淀粉的方式調節[5]；當核心溫度>30℃、流量>150 mL/（kg·min）時，若血壓仍偏低，可予以泵注血管活性藥物[12]。復溫結束后，一般情況下會繼續體外循環轉機至大鼠體溫恢復正常，再考慮移除 DHCA 設備，待其自主呼吸恢復后拔除氣管導管、停止麻醉，富氧環境生存 12～24 h[6-7, 27]。拔除氣管導管過程中需要注意氣道水腫問題，可酌情考慮應用激素；為了滿足 Hct>30%，可將回路內的剩余血液經離心后回輸至大鼠體內[8]；也可以考慮使用速尿劑，促進晶體液排出。
3 深低溫停循環大鼠模型研究現狀
利用 DHCA 大鼠模型，本領域基礎研究方向經歷了從探討 DHCA 對機體的影響、明確 DHCA相關臟器損傷到探究 DHCA 期間重要臟器保護手段的轉變。這包括對 DHCA 相關神經系統損傷的機制探討，如探究 DHCA 時海馬環狀 RNA 的表達情況，以分析環狀 RNA 與 DHCA 腦損傷之間的相關性[28]。同時，還包括不同干預措施對 DHCA 后重要臟器功能的影響，如外源性藥物雷公藤甲素（Triptolide）[29]、白黎蘆醇（Resveratrol）[30]對神經系統炎癥/神經損傷的緩解作用，脂聯素受體激動劑（AdipoRon）[31]對 DHCA 引起的全身炎癥反應及心肌功能損傷的影響；內源性物質 miR-214[32]、長鏈非編碼 RNA GAS5[12]參與神經保護/損傷的過程及其產生的影響，冷誘導 RNA 結合蛋白（cold-inducible RNA-binding protein）在減輕神經系統炎癥和維持腸道功能穩定方面的作用[33-34]，脫氧核糖核酸酶Ⅰ對血管內皮損傷和全身炎癥反應的影響[35]等。研究者也嘗試探究低溫誘導的特殊性蛋白對神經系統的保護作用[36]。
綜上所述，DHCA 大鼠模型的操作技術相對成熟，但存在諸多細節有待改進，在這個過程中需要科研人員、實驗技術人員、設備生產公司共同參與，以建立一個能夠模仿臨床實際操作過程、圍實驗期生命體征監測準確且控制合理、實驗設備與大鼠解剖結構匹配、術后能夠長期存活的 DHCA 大鼠模型。利用此模型，可繼續深入研究圍 DHCA 期重要臟器損傷機制，探索新型藥物干預措施以提高機體對 DHCA 的耐受性，探討 DHCA 對術后遠期神經系統功能的影響等。
利益沖突：無。
作者貢獻：閆偉東檢索文獻，撰寫文章；吉冰洋設計論文主題，并指導論文結構布局及修改文章。
表3
DHCA 大鼠模型所用設備物品的相關特征
深低溫停循環（deep hypothermic circulatory arrest，DHCA）技術自其應用于臨床至今已近 50 年[1]，在復雜主動脈弓手術、先天性心臟畸形手術、肺動脈內膜剝脫術等操作過程中，DHCA 仍然為基礎性器官保護手段。建立 DHCA 動物模型，深入探究 DHCA 對機體的影響及其病理生理過程對于優化圍術期管理方案、制定臟器保護策略、提高患者術后生存質量等十分重要。
在建立 DHCA 模型的過程中，豬、羊、狗、兔等動物曾先后被選作實驗對象。由于存在實驗費用昂貴、儀器設備不配套、缺乏評估神經功能方法等問題[2-3]，研究者開始將目光轉向嚙齒類動物大鼠。在克服了上述問題的基礎上，大鼠具備動物資源豐富、實驗花費小、耗費人力資源少、重復性強等優點[4]。
隨著 DHCA 臨床經驗的不斷豐富，科研人員也在逐漸優化并完善大鼠 DHCA 模型。但在此過程中仍然存在圍實驗期監測不完善、儀器設備不匹配、麻醉及呼吸管理不精確、全身肝素化不規范、實驗鼠術后長期生存率低等諸多問題，有必要就 DHCA 大鼠模型相關文獻進行綜述，以期建立操作規范、標準明確、技術成熟的 DHCA 大鼠模型。
1 建立深低溫停循環大鼠模型的基礎策略
1.1 大鼠的選擇與管理
實驗研究多選擇成年 Sprague Dawley 大鼠作為研究對象，14～16 周齡居多；見表 1。成年大鼠各器官系統功能相對成熟，抵抗創傷的能力較強，血管條件也相對成熟，易于實驗操作。體重在 200～600 g 之間，體重與血容量存在一定的相關性。預充量為 20 mL 時，體重 400～450 g 大鼠血細胞比容（hematocrit，Hct）可降至 20%。
表1
DHCA 大鼠模型的基礎特征
目前實驗大鼠均為雄鼠，而研究[24]表明經歷創傷應激障礙后，雌、雄鼠下丘腦-垂體-腎上腺素軸的應激活動存在差異，即性別因素導致的激素水平差異可能影響相關實驗結論。因此，從長遠角度考慮，仍需要對比觀察干預措施對雌、雄鼠的影響是否一致，以明確性別因素在此過程中的差異性。
1.2 圍實驗期監測
精確的體溫監測是指導 DHCA 實驗進程的關鍵，體溫監測經歷了從直腸溫度（肛溫）到顱內溫度（顱溫）的變化過程[5-6]。準確的顱溫監測可以明確評估體溫對神經系統的影響，而大鼠體型偏小，降溫過程具有多樣性，實驗時可能出現顱溫低于肛溫的情況。不同研究間顱溫監測方法存在差異，尚缺乏統一的顱溫監測方法與標準。圍實驗期動脈壓監測多選擇 22～24G 留置針穿刺股動脈，也有少數科研人員選擇腹壁動脈、頸動脈、尾動脈。血管的選擇需考慮建立 DHCA 管路擬用血管及操作難易程度。鼠血容量偏小，實驗過程中的采血時間點、采血量以及具體監測指標均根據各實驗目的而制定。實驗過程中應盡可能保證無菌操作，以減少傷口局部炎癥對實驗終點的影響，實驗后可使用抗生素預防性抗感染治療[7]。DHCA 結束后是否使用魚精蛋白拮抗肝素，部分研究[6-8]明確提及術畢不進行魚精蛋白拮抗肝素，而有研究[4]在使用魚精蛋白拮抗肝素后并未發生相關不良反應。
1.3 麻醉及呼吸功能管理
麻醉與呼吸功能管理是建立 DHCA 大鼠模型的基礎，為了減少麻醉、呼吸機對實驗結果的影響，需注意選擇合適的麻醉藥物、恰當的氣道管理方式，維持適宜的麻醉深度，降低機體應激水平，形成實驗鼠肺保護理念等。在實驗過程中使用吸入麻醉藥物的主要優點包括：（1）給藥途徑為經呼吸道吸入，可避免因靜脈注射導致的血液稀釋、因腹腔注射導致的腹內壓增高影響靜脈回流等問題；（2）麻醉深度可根據揮發罐輸出濃度、體動反應等粗略估計，維持一定麻醉深度相對容易且效果穩定。經靜脈注射、經腹腔注射等用藥方式都會因藥物逐漸代謝而導致麻醉深度逐漸偏淺，控制適宜麻醉深度較困難。在模型建立的早期階段，研究人員多采取氣管切開方式置入氣管導管，這雖提高了插管成功率，但隨之導致的氣道損傷將嚴重影響實驗后大鼠的生存質量和生存率。推薦經口建立實驗鼠人工氣道，這將有助于降低術后氣道感染發生率。
呼吸機基本參數應包括：呼吸頻率、潮氣量、吸呼比、氣道壓等。有關 DHCA 大鼠研究模型的文獻報道很少詳細報告相關參數。參考大鼠生理特征，呼吸頻率多設置為 60～70 次/min，潮氣量 8～10 mL/kg；見表 1。為避免多次測血氣分析導致的血液丟失，推薦有條件的實驗室通過監測呼氣末二氧化碳水平調節呼吸機相關參數。大部分研究在體外循環開始轉流期間降低呼吸頻率[9]，在 DHCA 期間停呼吸[7]。為避免 DHCA 期間大鼠發生肺不張，可嘗試在 DHCA 期間將呼吸模式調整為持續正壓通氣（壓力 5 cm H2O，1 cm H2O=0.098 kPa）[8]。實驗期間不建議維持純氧通氣。持續吸入高濃度氧氣會導致高氧血癥，若再加之氣道長時間處于高壓狀態，則很容易導致氧中毒。吸入氧氣濃度為 45%～60% 可保證小鼠圍實驗期的氧供。降低吸入氧氣濃度的原則是：在保證通氣量、機體氧供的前提下，個體化降低氧氣濃度。在此過程中應注意避免動脈血二氧化碳分壓持續下降導致的呼吸性堿中毒[4]。
2 深低溫停循環大鼠模型設備及管理策略
DHCA 大鼠模型的建立過程經歷了由“開放式”（模仿開胸過程進行腔靜脈、主動脈插管）到“閉式”（經外周動靜脈置管）的過程，促進上述轉變的原因是開胸操作創傷過大、操作難度大、失血量過多、體外循環停機困難等。目前大部分 DHCA 模型均能采用閉式、小容量、無血預充方案。
大多數研究選擇于尾動脈進行動脈置管，于頸靜脈進行靜脈置管，于股動脈監測血壓。動靜脈置管操作前需適當加深麻醉深度。進行動靜脈置管之前需要進行全身肝素化，在大鼠模型的發展歷程中，肝素劑量呈現逐漸減少趨勢，即從 1 000 IU/kg 逐漸降至 150 IU/kg，但報道轉機前激活全血凝固時間（activated coagulation time，ACT）標準的研究很少；見表 2。
表2
DHCA 大鼠模型的外科插管、轉機等參數
目前多數課題組仍在使用自行研制的靜脈引流管。由于靜脈管壁相對較薄，在穿刺過程中為避免刺穿靜脈，可嘗試先置入導絲，在導絲的引導下置入靜脈引流管[5]。體外循環建立初始階段常出現平均動脈壓下降現象（約下降 20 mm Hg，1 mm Hg=0.133 kPa），屆時可考慮使用腎上腺素維持平均動脈壓 40～50 mm Hg[2, 9]。體外循環流量可參考大鼠心輸出量。一般情況下，成年大鼠的心輸出量約為 50 mL/min[25]。在維持平均動脈壓≥50 mm Hg 的前提下，大部分研究在體外循環過程采用全流量，即 160～180 mL/（kg·min）；見表 2。Waterbury 等[2]報道了將流量維持在 100～120 mL/（kg·min）以保證大鼠正常心輸出量的 70%。
2.1 深低溫停循環設備
早期建立 DHCA 大鼠模型過程中使用的設備多數是將臨床設備進行簡易改裝，存在管路容積與大鼠血容量不匹配、血液與管路的接觸面積與大鼠體表面積不匹配等問題[10]。完善的 DHCA 設備應滿足：靜脈回流順暢、回流室及膜肺體積小、回路血液流速和負壓監測準確、無溶血現象、回路與血液接觸面積匹配、預充液配方適宜等特點。
科研人員均就地取材選擇注射器作為回流室的替代品，利用重力作用促進血液回流，且高度差波動在 20～50 cm 不等，這又間接增加整個管路的長度、體積，進而增加血液與體外管路的接觸面積[5]。Waterbury 等[2]報告了應用真空調節器持續保持?30 mm H2O（1 mm H2O=9.8×10?3 kPa）促進靜脈引流的方式以避免產生高度差，此方法值得借鑒，但這對靜脈引流管在血管中的位置要求較高，引流管貼壁會影響正常回流。目前 DHCA 大鼠模型運行情況的模式圖見圖 1。滾壓泵具有體積小、血流可精確調節的優點，雖能夠提供持續的血流模擬臨床情況，但會增加溶血并發癥的發生率[4]。安置變溫器過程中需注意血流方向與水流方向，變溫器降溫速度取決于變溫水箱，小動物實驗用水箱存在的不足是降溫過程緩慢。臨床上常用的變溫水箱可解決這一問題，但因其尺寸規格偏大而占據更多實驗用空間，在設備布局過程中，需考慮此情況。建立 DHCA 大鼠模型最困難之處在于縮小氧合器體積[2]，力求在保證氣體交換的前提下，體積越小越好。小動物氧合器存在的缺點是排氣過程繁瑣、持續時間長。在裝機準備過程中，需反復輕敲氧合器排空氣。用于連接上述設備的管路多為硅膠制品，具備質地柔軟、無毒、耐高熱和低溫的特點。預充液總量呈逐漸減少趨勢，從 45 mL 到<10 mL，這能夠避免因過度血液稀釋帶來的組織缺氧、輸血等。鼠的血容量約 64.5～70.0 mL/kg，12 mL 預充液相當于體重為 350～450 g 大鼠全血容量的 50%[11, 25]，大鼠血紅蛋白濃度可由建模前的 17 g/dL下降至建模后的 11 g/dL[11]；見表3。
圖1
深低溫停循環大鼠模型模式圖
2.2 深低溫停循環管理策略
DHCA 的降溫目標是 18℃，也有研究采取 16℃、20℃ 等作為降溫終點；見表 2。降溫的方法多數采用降低室溫、變溫器以及將大鼠置于冰水中等方式。整個降溫過程多數持續在 30～40 min。降溫時，DHCA 流量可酌情從初始速度減半，維持生命體征平穩[5]，直至達到目標溫度且心臟停跳而停止轉流。有研究報道當大鼠體溫降至 18℃ 時，可能出現心臟不停跳的現象。遇此情況，可嘗試通過全血引空[7]、繼續降溫[2]、給予適當藥物（艾司洛爾、氯化鉀）[26]等方式強迫心臟停跳，以創建 DHCA 模型。
探究適宜的 DHCA 持續時間是本領域研究熱點之一，DHCA 持續時間越長，乳酸水平越高[8]。45 min 是目前比較公認的大鼠可耐受 DHCA 時間。有必要探究 DHCA 持續時間長短與神經元永久性損傷、神經元電活動、神經認知功能、術后生存率等結局指標的相關性，找出最適宜的停循環時間以期為臨床提供參考。
復溫目標為 34℃，復溫過程持續 40～60 min。在此過程中最值得注意的是加溫設備的溫度與大鼠體溫的溫度差，避免溫差過大（>10℃）。大鼠在經歷長時間的 DHCA 后，復溫狀態宜慢不宜快，有研究[16]采用 2℃/10 min 的策略。復溫階段轉機流量可考慮以逐漸遞增的方式緩慢恢復至初始流量，當泵的轉速過高而導致回流室血液被吸空、管路出現干癟現象時，可嘗試通過降低轉速、靜脈輸注羥乙基淀粉的方式調節[5]；當核心溫度>30℃、流量>150 mL/（kg·min）時，若血壓仍偏低，可予以泵注血管活性藥物[12]。復溫結束后，一般情況下會繼續體外循環轉機至大鼠體溫恢復正常，再考慮移除 DHCA 設備，待其自主呼吸恢復后拔除氣管導管、停止麻醉，富氧環境生存 12～24 h[6-7, 27]。拔除氣管導管過程中需要注意氣道水腫問題，可酌情考慮應用激素；為了滿足 Hct>30%，可將回路內的剩余血液經離心后回輸至大鼠體內[8]；也可以考慮使用速尿劑，促進晶體液排出。
3 深低溫停循環大鼠模型研究現狀
利用 DHCA 大鼠模型，本領域基礎研究方向經歷了從探討 DHCA 對機體的影響、明確 DHCA相關臟器損傷到探究 DHCA 期間重要臟器保護手段的轉變。這包括對 DHCA 相關神經系統損傷的機制探討，如探究 DHCA 時海馬環狀 RNA 的表達情況，以分析環狀 RNA 與 DHCA 腦損傷之間的相關性[28]。同時，還包括不同干預措施對 DHCA 后重要臟器功能的影響，如外源性藥物雷公藤甲素（Triptolide）[29]、白黎蘆醇（Resveratrol）[30]對神經系統炎癥/神經損傷的緩解作用，脂聯素受體激動劑（AdipoRon）[31]對 DHCA 引起的全身炎癥反應及心肌功能損傷的影響；內源性物質 miR-214[32]、長鏈非編碼 RNA GAS5[12]參與神經保護/損傷的過程及其產生的影響，冷誘導 RNA 結合蛋白（cold-inducible RNA-binding protein）在減輕神經系統炎癥和維持腸道功能穩定方面的作用[33-34]，脫氧核糖核酸酶Ⅰ對血管內皮損傷和全身炎癥反應的影響[35]等。研究者也嘗試探究低溫誘導的特殊性蛋白對神經系統的保護作用[36]。
綜上所述，DHCA 大鼠模型的操作技術相對成熟，但存在諸多細節有待改進，在這個過程中需要科研人員、實驗技術人員、設備生產公司共同參與，以建立一個能夠模仿臨床實際操作過程、圍實驗期生命體征監測準確且控制合理、實驗設備與大鼠解剖結構匹配、術后能夠長期存活的 DHCA 大鼠模型。利用此模型，可繼續深入研究圍 DHCA 期重要臟器損傷機制，探索新型藥物干預措施以提高機體對 DHCA 的耐受性，探討 DHCA 對術后遠期神經系統功能的影響等。
利益沖突：無。
作者貢獻：閆偉東檢索文獻，撰寫文章；吉冰洋設計論文主題，并指導論文結構布局及修改文章。
表3
DHCA 大鼠模型所用設備物品的相關特征
